PENENTUAN KADAR NH3 DALAM URIN MENURUT CARA NESSLER

An Nisa Rosiyana (G84080038)1, Danang Yudha P2, dan Waras Nurcholis3

Mahasiswa Praktikum1, Asisten Praktikum2, dan Dosen Praktikum3

Metabolisme

Departemen Biokimia, FMIPA, IPB

2010

Abstrak

Urin merupakan cairan sisa dari metabolisme tubuh. Urin dikeluarkan berdasarkan hasil fungsi kerja ginjal yang memfilter darah. Komponen yang ada dalam urin seperti urea, garam terlarut dan materi organik lainnya. Salah satu komponen yang dapat berbahaya bagi tubuh adalah ammonia yang harus dikeluarkan dari tubuh karena dapat mengganggu sistem tubuh. Amonia dapat di uji dengan pereaksi Nessler secara kualitatif atau pun kuantitatif. Uji kualitatif dapat dilihat dari warna yang dihasilkan reaksi Nessler yaitu berwarna kuning. Sedangkan untuk menghitung secara kuntitatif dapat dilakukan dengan bantuan Spektrofotometer. Panjang gelombang yang digunakan adalah 420 nm. Semakin tinggi absorbansi maka semakin tinggi pula kadar amonia yang ada dalam urin.

Kata kunci: Urin; Ammonia; Reagen Nessler

Pendahuluan

Urin merupakan hasil dari ekskresi manusia yang dihasilkan dari penyaringan darah yang dilakukan di ginjal. Urin normal berwarna kekuning-kuningan atau terang dan transparan.Urin terdiri dari air dengan bahan terlarut berupa sisa metabolisme (seperti urea), garam terlarut, dan materi organik. Cairan dan materi pembentuk urin berasal dari darah atau cairan interstisial. Komposisi urin berubah sepanjang proses reabsorpsi ketika molekul yang penting bagi tubuh, misal glukosa, diserap kembali ke dalam tubuh melalui molekul pembawa. Cairan yang tersisa mengandung urea dalam kadar yang tinggi dan berbagai senyawa yang berlebih atau berpotensi racun yang akan dibuang keluar tubuh. Materi yang terkandung di dalam urin dapat diketahui melalui urinalisis. Urea yang dikandung oleh urin dapat menjadi sumber nitrogen yang baik untuk tumbuhan dan dapat digunakan untuk mempercepat pembentukan kompos,

Menurut Bykov (1960) bahwa urine terbentuk dalam ginjal dan dibuang dari tubuh lewat saluran. Urine terdiri dari 98% air dan yang lainnya terdiri dari pembentukan metabolisme nitrogen (urea, asam urat, kreatinin dan juga produk lain dari metabolisme protein. Menurut Kimber (1949) urine biasanya bersifat kurang asam dengan pH antara 5 – 7. Urine yang sehat berat jenisnya berkisar 1.010 – 1.030, tergantung perbandingan larutan dengan air. Banyaknya urine yang dikeluarkan dalam 1 hari dari 1.200 – 1.500 cc (40 – 50 oz) (Ganong, 2001).

Dalam urin bisa terdapat amonia. Amonia adalah suatu produk yang dihasilkan ketika proses pencernaan protein. Hati memproduksi amonia yang baya naumn juga bisa tidak berbahata jika fungsi hati berjalan dengan baik. Banyak subtansi lainnya yang dapat membuat fungsi hati terganggu. Keadaan ini sangat berbahaya bagi tubuh.

Kadar urin dapat ditentukan dengan cara Nessler. Reagen Nessler merupakan campuran senyawa K2[HgI4] dengan NaOH. Keberadaan amonia ditunjukkan dengan terbentuknya warna kuning sebagai hasil reaksi yang terjadi antara amonium dengan pereaksi Nessler. Warna kuning yang terbentuk banyaknya berbanding lurus dengan konsentrasi amonia, sehingga konsentrasi amonia dapat diukur dengan menggunakan spektrofotometer dengan akurasi antara 0.01 – 0.05 mg amonia (Matthews & Miller 1913).

Praktikum ini bertujuan mengetahui kadar amonia dalam urin menurut cara Nessler.

Metode Praktikum

  1. Waktu Praktikum

Praktikum materi Penentuan kadar NH3 dalam urin menurut cara Nessler ini dilakukan Laboratorium Biokimia pada tanggal 25 Oktober 2010 jam 11.00-14.00 WIB.

  1. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah tabung reaksi, tabung Nessler, pipet tetes, pipet volumetrik, gelas piala, dan labu takar.

Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum ini adalah urin, akuades standar amonia, dan pereaksi Nessler.

  1. Prosedur Percobaan

Sebanyak 0.5 ml urin di tepatkan menjadi 25 ml dengan akuades dalam labu takar. Keduanya dicampur menjadi satu. Kemudian 3 tabung Nessler disiapkan dan isi ketiga tabung itu dengan komposisi sebagai berikut:

Bahan Tabung sampel Tabung standar Tabung Blanko
Urin yang diencerkan 1 ml - -
Standar amonia - 1 ml -
Akuades 49 ml 49 ml 50 ml
Pereaksi Nessler 3 ml 3 ml 3 ml

Hasil dan Pembahasan

Proses NH3 disekresikan disebut difusi non-ionik. Salisilat dan sejumlah obat lain yang merupakan basa lemah atau asam lemah juga disekresi oleh difusi non ionik. Ion ammonium berasal dari makanan, obat-obatan dan hasil hidrolisa urea.
Mekanisme dari tubulus renalis dalam memproduksi ammonia sangat penting untuk mengatur keseimbangan asam basa dan penghematan kation, meningkat dengan nyata pada asidosis metabolik tetapi sebagian besar akan diekskresikan dalam bentuk urea yaitu komponen utama urin. Ammonia secara konstan diproduksi dalam jaringan tapi hanya ditemukan dalam jumlah kecil pada darah tepi yang dengan cepat dikeluarkan dari dalam darah oleh hati dan diubah menjadi glutamat, glutamin, ataupun urea (urin).

Kandungan amonia dapat diuji dengan uji kuantitatif menggunakan pereaksi Nessler. Pereaksi Nessler adalah larutan alkalis raksa iodida (HgI4-2) dalam kalium iodida (KI) yang menjadi coklat merah walau hanya sedikit saja amonia (Pringgodigdo, 1973). Pereaksi Nessler yang digunakan dalam praktikum ini mengandung kalium iodida, merkuri klorida, dan kalium hidroksida. Warna kuning yang terbentuk mengindikasikan adanya amonia dan pada konsentrasi yang lebih tinggi dapat terbentuk warna coklat. Tingkat sensitivitasnya mencapai 0.3 μg NH3 di dalam 2 μL. Reaksi yang terjadi pada saat pereaksi Nessler bereaksi:
NH+4 + 2[HgI4]-2 + 4OH- → HgO•Hg(NH2)I + 7I− + 3 H2O

Saat tubuh kelebihan protein maka akan diproses melalui siklus urea dan akan menghasilkan amonia yang ada bersamaan dengan urin. Hal ini terjadi karena mamalia tidak mempunyia kemampuan untuk menyimpan protein dalam tubuh sehingga protein lebih bayak digunakan ketika dalam keadaan berlebih. (Lehninger, 1982).

Prinsip percobaan dengan menggunakan pereaksi untuk membentuk komplek amonia. Komplek amonia yang terbentuk akan berwarna kuning. Selain itu juga pereaksi Nessler digunakan untuk uji kuantitati dan kualitatif. Uji kualitatif dilihat dari kompleks warna yang terbentuk. Sedangkan uji kuantitatifnya dilihat dengan menggunakan Spektrofotometer pada panjang gelombang 420 nm. Perhitungannya dilihat dari panjang gelombang yang diserap oleh sampel. Hubungan antara absorbansi dan konsentrasi berbanding lurus (Syehla 1979) yang berarti semakin besar nilai absorbansi maka semakin besar pula konsentrasi dari amonia yang terkandung dalam urin sampel.

Hasil pengamatan yang dilakukan terhadap tiga samapel berbeda dapat dilihat perbedaannya. Perbedaan dilihat dari nilai absorbansi yang berbeda. Niali absorbansi dari ketiga sampel secara berurutan adalah 0.154, 0.285, dan 0.306. Sedangkan untuk kadar NH3 secara berurutan adalah 1.1493, 2.1268, dan 2.2836. Semakin tinggi nilai absorbansi semakin tinggi juga kadar amonia yang ada dalam urin tersebu.

Tabel Penentuan kadar amonia dalam urin dengan cara Nessler

Tabung Absorbansi Kadar NH3
Blanko 0.000 0
Standar 0.067 0.5
Sampel 1 0.154 1.1493
Sampel 2 0.285 2.1268
Sampel 3 0.306 2.2836

Contoh perhitungan sampel 1:

Kadar NH3 =  x x Faktor pengenceran

=  x 0.01 mg M/ml x 50

= 1.1493

Kesimpulan

Hasil percobaan menunjukan bahwa terdapat perbedaan kadar NH3 pada setiap sampel urin. Perbedaan ini dilihat dari absorbansinya yang berbeda. Sampel 1 memiliki kadar ammonia yang sedikit dari pada sampel 3 yang memiliki kadar ammonia yang lebih besar. Semakin tinggi absorbansi maka semakin tinggi pula kadar amonia yang ada dalam urin.

Daftar Pustaka

Ganong WF.2001. Fisiologi Kedokteran edisi 14. Terjemahan Petrus Andrianto. Jakarta:EGC

Lehninger AL. 1998. Dasar-Dasar Biokimia 3. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Murray RK.et al. 2003. Biokimia Harper Ed.25. Terjemahan Andry Hartono.Jakarta : EGC

Pringgodigdo Ag. 1973. Ensiklopedi Umum. Yogyakarta : Kanisius.

Svehla G. 1979. Vogel’s Textbook of Macro and Semimicro Qualitative Inorganic Analysis. London: Longman.

LIPID

An Nisa Rosiyana (G84080038)1,Marsudi Siburian 2, dan Waras Nurcholis3

Mahasiswa Praktikum1, Asisten Praktikum2, dan Dosen Praktikum3

Struktur dan Fungsi Biomolekul

Departemen Biokimia, FMIPA, IPB

2010

Abstrak

Lipid merupakan senyawa organik ayang tidak larut dalam pelarut polar dan hanya dalam pelarut organik atau nonpolar. Lipid adalah senyaa penting yag ada didalam tubuh. Lipid berfungsi sebagai tempat berlangsungnya pertukaran materi, tempat cadangan makanan.dan sebagai pelarut vitamin. Lipid dapat diuji dengan beberapa uji seperti uji kelarutan, uji akrolein, uji ketidakjenuhan, uji ketengikan, uji Salkowski dan uji Lieberman Buchard. Lipid akan larut pada beberapa pelarut organik seperti eter, kloroform, dan bisa juga beberapa jenis lipid yang larut dalam alkali dan asam pada proses penyabunan.Gliserol dalam bentuk bebas dapat mengalami dehidrasi membentuk aldehid akrilat. Ada dua jenis asam lemak yaitu asam lemak jenuh dan asam lemak tidak jenuh. Minyak yang dibiarkan terlalu lama akan mengalami ketengikan. Uji Salkowski adalah uji untuk kolesterol. Uji ini bersifat uji kualitatif. Adapun uji kolesterol yang bersifat kuantitatif adalah uji Lieberman Buchard. UJi Lieberman Buchard dapat menggunakan instrumen kolorimetri.

Pendahuluan

Lipid merupakan senyawa organik berminyak atau berlemak yang tidak larut dalam air, yang dapat diekstrak oleh pelarut nonpolar. Jenis lipid yang paling banyak terdapat di alam ialah lemak atau triasilgliserol yang merupakan bahan bakar bagi hampir semua organisme (Lehninger 1982).

Struktur umum asam lemak

Lipid mempunyai banyak fungsi dalam tubuh. Lipid berfungsi sebagai tempat cadangan energi yang besar yang tersimpan dalam jaringan adiposa. Lipid sebagai penyusun struktur membran sel yang mengatur aliran material, sebagai hormon yang merupakan pengatur komunikasi antar sel, dan sebagai tempat larut beberapa vitamin.

Lipid dibagi menjadi beberapa jenis yaitu asam lemak, gliserida, lipid kompleks, dan non-gliserida. Asam lemak terdiri atas asam lemak jenuh dan asam lemak tak jenuh.  gliserida terdiri atas gliserida netral dan fosfogliserida, lipid kompleks terdiri atas lipoprotein dan glikolipid, dan non gliserida, terdiri atas sfingolipid, steroid dan malam.

Asam lemak merupakan asam monokarboksilat rantai panjang. Adapun rumus umum dari asam lemak adalah:

CH3(CH2)nCOOH    atau     CnH2n+1-COOH

Rentang ukuran dari asam lemak adalah C12 sampai dengan C24. Ada dua macam asam lemak yaitu: Asam lemak jenuh (saturated fatty acid) atau Asam lemak yang  tidak memiliki ikatan rangkap dan Asam lemak tak jenuh (unsaturated fatty acid) atau asam lemak yang memiliki satu atau lebih ikatan rangkap.

Lipid yang kita peroleh sebagai sumber energi utamanya adalah dari lipid netral, yaitu trigliserid (ester antara gliserol dengan 3 asam lemak). Secara ringkas, hasil dari pencernaan lipid adalah asam lemak dan gliserol, selain itu ada juga yang masih berupa monogliserid. Karena larut dalam air, gliserol masuk sirkulasi portal (vena porta) menuju hati. Asam-asam lemak rantai pendek juga dapat melalui jalur ini.

Tujuan praktikum ini adalah untuk mengetahui sifat dan struktur lipid melalui uji kualitatif. Selain itu, untuk mempelajari sifat-sifat lipid melalui beberapa reaksi uji kualitatif untuk lipid.

Metode Praktikum

  1. Waktu Praktikum

Praktikum materi Lipid ini dilakukan Laboratorium Biokimia pada tanggal 12 November 2010 jam 08.00-11.00 WIB.

  1. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: pipet tetes, gelas arloji, tabung reaksi, pipet volumetrik, , gelas piala, tabung reaksi, penangas air dan bulp.

Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum ini adalah air, eter, kloroform, alkohol panas, alkohol dingin, alkali dan asam encer sebagai pelarut. Pereaksi yang digunakan iod Hubl, HCl pekat, serbuk CaCO3, kloroform anhidrat, dan asam sulfat. Bahan uji yang digunakan minyak kelapa, lemak hewan, mentega, margarin, gliserol, asam palmitat, pati, asam stereat, asam oleat, minyak kelapa tengik,  dan asam asetat.

  1. Prosedur Percobaan

Uji kelarutan. Tabung reaksi yang bersih diisi dengan 2 ml pereaksi atau pelarut. Kemudian ditambahkan bahan uji dan tabung dikocok dengan kuat. Amati yang terjadi. Pelarut yang digunakan air, eter, kloroform, alkohol panas, alkohol dingin, alkali dan asam encer. Bahan uji yang diuji minyak kelapa, lemak hewan, mentega, margarin, gliserol, asam palmitat, dan asam stereat,

Uji akrolein. Tabung reaksi yang bersih diisi dengan kristal KHSO4 dan ditambahkan 3-4 tetes bahan uji. Kemudian dipanaskan dengan api kecil terlebih dahulu. Bau yang dihasilkan di bandingkan antara bau akrolein dengan bau SO2. Yang terbang dari karbohidrat. Bahan uji yang di ujikan minyak kelapa, lemak hewan, mentega, margarin, gliserol, asam palmitat, pati,dan asam stereat.

Uji ketidakjenuhan. Tabung reaksi yang bersih diisi dengan 1 ml bahan uji dan ditambah kloroform sama banyak sampai bahan uji larut. Kemudian ditambah dengan tetesan iod Hubl dan dikocok. Amati perubahan. Bahan uji yang digunakan minyak kelapa, lemak hewan, mentega, margarin, asam palmitat, asam oleat, dan minyak kelapa tengik.

Uji ketengikan. Labu Erlenmeyer 100 ml diisi dengan 5 ml bahan uji  dan 5 ml HCl pekat dengan hati-hati. Kertas saring yang telah dimasukan kedalam floroglusinol dan sumbat dengan karet. Serbuk CaCO3 dimasukan kedalam labu Erlenmeyer bersamaan dengan  kertas saring dan tutp dengan karet. Kertas saring jangan tercelup kedalam campuran. Diamati selama 20 menit. Bila terjadi warna merah muda maka bahan tersebut tengik. Bahan uji minyak kelapa, lemak hewan, mentega, dan minyak kelapa tengik.

Uji Salkowski untuk kolesterol. Tabung reaksi yang bersih diisi dengan beberapa miligram kolesterol dan ditambah dengan 3 ml kloroform anhidrat. Kemudian ditambahkan dengan asam sulfat dengan jumlah yang sama. Jangan dikocok. Amati perubahan warna yang terjadi.

Uji Lieberman Buchard untuk kolestorol. Kolesterol dan kloroform (dari i=uji Salkowski) ditambah dengan 10 tetes asam asetat anhidrat dan 2 ml asam sulfat. Kocok perlahan dan dibiarkan beberapa menit.

Hasil dan Pembahasan

Lipid merupakan senyawa yang tidak larut dalam air dan hanya akan larut dalam pelarut organik. Lipid tidak akan larut dalam dalam air karena air merupakan senyawa polar sedangkan lipid merupakan senyawa non polar. Sifat kelarutan ini dapat dinyatakan bahwa senyawa polar akan melarutkan senyawa polar. Begitu pun dengan senyawa non polar akan larut dalam pelarut non polar. Uji kelarutan lipid merupakan analisis kelarutan lipid maupun derivat lipid terhadap berbagai macam pelarut (Fachri 2008). Semakin panjang rantai karbon yang dimiliki asam lemak akan mengurangi kelarutannya pada pelarut polar dan akan larut dalam pelarut non polar atau organik. Golongan yang mempunyai rantai karbon yang panjang ini merupakan asam lemak seperi asam palmitat, asam oleat, asam linolenat dan beberapa asam lemak lainnya.

Hasil percobaan didapatkan hasil ada beberapa yang larut dalam hasil uji. Semua uji yang diuji dengan air tidak ada yang larut dalam air. Percobaan dengan pelarut eter dan kloroform hampir semua percoban positif hal ini menunjukan bahwa eter dan kloroform merupakan senyawa organik yang dapat melarutkan lemak.  Uji kelarutan dengan menggunakan alkohol panas dan alkohol dingin hanya giserol saja yang larut dalam pelarut tersebut. Uji kelarutan dengan menggunakan alkali  hanya margarin yang tidak larut dalam pelarut ini. Asam dan basa bereaksi dengan asam lemak pada proses penyabunan. Pada asam lemak ada gugus hidrofilik yang berikatan dengan kepala polar dan gugus hidrofobik yang akan membentuk misel. Asam encer yang direaksikan dengan bahan uji hanya melarutkan gliserol saja.

Tabel 1 Uji kelarutan

Bahan Air Eter Klorofom Alkohol panas Alkohol dingin Alkali Asam encer
Minyak kelapa - ++ + - - ++ -
Lemak hewan - ++ + - - ++ -
Mentega - ++ + - - + -
Margarin - ++ ++ - - - -
Gliserol - ++ ++ ++ ++ +
Asam sitrat - ++ ++ ++ - + -

Keterangan :    -           = Tidak larut

+          = Larut sebagian

++        = Larut

Gliserol dalam bentuk bebas atau yang terdapat dalam bentuk minyak bila mengalami dehidrasi akan membentuk aldehid akrilat yang disebuk juga dengan akrolein (Girindra 1986). Uji ini akan menghasilkan bau yang dihasilkan dari proses pemanasan. Uji ini dilakukan dengan penambahan kristal KHSO4 berfungsi untuk mendehidrasi lipid agar kandungan senyawa H2O berkurang. Sehingga dapat menimbulkan bau SO2 yang terbang dari karbohidrat.

Hasil percobaan dengan bahan uji minyak kelapa, gliserol, dan asam oleat memiliki bau seperti pati yang digunakan sebagai standar. Bau yang sama dengan pati menunjukan adanya gliserol dalam bahan uji. Lemak hewan tidak memiliki bau yang sama dengan pati hal ini menunjukan bahwa lemak hewan tidak mengandung gliserol. Begitu pula dengan asam stereat yang tidak berbau dan tidak mengandung gliserol.

Tabel 2 Uji akrolein

Bahan Hasil Keterangan
Minyak kelapa + Bau sama dengan pati
Lemak hewan - Bau hewan
Gliserol + Bau sama dengan pati
Asam okat + Bau sama dengan pati
Asam stereat - Tidak berbau
Pati + Bau pati

Keterangan      :           -           = Tidak mengandung griserol

+          = Mengandung gliserol

Asam lemak ada dua jenis berdasarkan ikatan yang dibentuknya yaitu asam lemak jenuh dan asam lemak tidak jenuh. Asam lemak jenuh merupakan asam lemak yang tidak memiliki ikatan rangkap seperti asam maleat, asam palmitat, asam stereat, asam arakidat dan asam lemak lainnya. Sedangkan asam lemak jenuh merupakan asam lemak yang memiliki ikatan rangkap pada C9 atau C10. Misalnya asam lemak tidak jenuh seperti asam oleat, asam linoleat, asam linolenat dan asam arakidonat. Asam lemak tidak jenuh dapat diadisi oleh golongan halogen. Golongan halogen yang dapat digunakan iodium dalam pereaksi iod Hubl. Iod Hubl berfungsi sebagai indikator perubahan warna. Reaksi positif ketidakjenuhan asam lemak adalah terbentuknya warna merah ketika pereaksi iod Hubl diteteskan ke asam lemak, lalu warna kembali lagi ke warna awal kuning bening. Warna yang pudar kembali tersebut menunjukkan bahwa terdapat banyak ikatan rangkap pada hidrokarbon asam lemak (Girindra 1986).

Berdasarkan percobaan yang dilakukan ada beberapa asam lemak tidak jenuh pada bahan uji. Bahan uji yang memiliki ikatan rangkap minyak kelapa, minyak kelapa tengik, lemak hewan, mentega dan asam oleat. Minyak kelapa merupakan lemak yang mempunyai ikatan asam lemak palmitat yang merupakan ikatan jenuh dan terdapat ikatan rangkap yang berasal dari asam oleat, yang merupakan kandungan terbanyak dalam mniyak kelapa sehingga menjadikan minyak kelapa termasuk asam lemak tidak jenuh. Minyak kelapaa tengik merupakan asam lemak tidak jenuh yang memiliki banyak ikatan rangkap yang banyak. Karena semakin tengik suatu minyak kelapa maka akan semakin banyak ikatan rangkap yang dimilikinya (Wibowo 2007). Asam oleat merupakan suatu asam lemak yang memiliki atom C sebanyak 18 buah dengan ikatan rangkap pada C-9 dan C-10. Mentega adalah suatu campuran triasilgliserol, beberapa diantarnya mempunyai asam lemak dengan rantai yang relatif pendek. Karena asam lemak dengan rantai yang relatif pendek mempunyai titik leleh yang lebih kecil, asam lemak ini membuat mentega bersifat lumnak pada suhu kamar. Asam stereat memiliki 18 buah atom C dengan ikatan tunggal dan termasuk pada asam lemak jenuh yang bila direaksikan dengan pereaksi iod Hubl akan menghasilkan warna merah.

Tabel 3 Uji ketidakjenuhan

Bahan Hasil Keterangan
Minyak kelapa - Kuning-kuning keruh
Minyak tengik - Kuning bening-kuning
Lemak hewan - Putih-putih
Mentega - Kuning-putih
Margarin + Kuning-orange kemerahan
Asam stereat + Putih-merah
Asam oleat - Kuning bening-kuning

Keterangan :    -           = Memiliki ikatan lemak tidak jenuh

+          = Memiliki ikatan lemak jenuh

7
6
5
4
3
2
1

Keterangan:     1          = Minyak kelapa

2          = Minyak kelapa tengik

3          = Lemak hewan

4          = Mentega

5          = Blue band

6          = Asam palmitat

7          = Asam oleat

Uji ketengikan untuk menentukan derajat ketengikan dengan mengukur senyawa oksidasi. Ketengikan pada kebanyakan lemak atau minyak menunjukkan bahwa golongan trigliserida tersebut telah teroksidasi oleh oksigen dalam udara bebas. Molekul oksigen dapat bereaksi dengan asam lemak berikatan ganda dan menghasilkan produk kompleks yang menyebabkan timbulnya rasa dan bau menyimpang pada lemak (Lehninger 1982). Uji ketengikan dengan menggunakan kertas saring yang dibasahi dengan larutan floroglusinol, floroglusinol ini berfungsi sebagai sebagi penanda bercak. Bercak positif yang dihasikan akan menghasilkan spot warna merah muda. Perubahan warna ini terbentuk sebagai hasil reaksi antara fluoroglusinol dengan molekul oksigen yang mengoksidasi minyak tersebut (Winarno 1973).  Berdasarkan hasil percobaan yang dilakukan minyak kelapa tengik menghasilkan uji yang positif dengan acanya spot warna merah muda. Proses ketengikan terjadi karena penyimapana bahan yang lama sehingga teroksidasi dan membentuk ikatan rangkap yang banyak.

Tabel 4 Ketengikan

Bahan Warna kertas Hasil Keterangan
Minyak kelapa Cokelat - Tidak tengik
Minyak kelapa tengik Merah muda + Tengik
Lemak hewan Cokelat - Tidak tengik
mentega Cokelat - Tengik

Kolesterol adalah sterol utama pada jaringan hewan. Kolesterol dan senyawa turunannya ester, dengan lemaknya yang berantai panjang adalah komponen penting dari plasma lipoprotein dan dari membran sel luar. Membran sel tumbuhan mengandung sterol jenis yang lain, terutama stigmasterol, yang berbeda dari jenis kolesterol hanya dalam ikatan ganda diantara karbon 22 dan karbon 23. Molekul kolesterol memiliki gugus polar pada bagian kepalanya yaitu gugus hidroksil pada posisi 3. Bagian molekul lainnya merupakan struktur non polar yng relatif kaku (Lehninger 1982). Kolesterol terkonsentrasi dalam otak dan sumsum tulang belakang. Jumlah total kolesterol dalam tubuh manusia rata-rata ilah sekitar 2 ons. Tampaknya ada hubungan antra konsentrasi kolesterol serum darah dan penyakit jantung koroner. Kadar dibawah 200mg/dL dapat diterima, akan tetapi adar diatas 280 mg/dL dapat beresiko tinggi (Hart et all 2003).

Uji kolesterol dapat dilakukan dengan dua cara yaitu dengan uji Salkowski dan Lieberman Buchard. Uji Lieberman Buchard merupakan uji kelanjutan dari uji Salkowski. Persamaan kedua uji ini untuk uji kolesterol. Perbedaan kedua uji ini adalah pada uji kualitatif dan kuantitatifnya. Uji Salkowski merupakan uji kualitatif sedangkan uji Lieberman Buchard merupakan uji kuantitatif yang dapat menggunakan kolorimetri sebagai instrumennya.

Uji Salkowski dengan menggunakan pereaksi asam sulfat yang ditambahkan berfungsi sebagai pemutus ikatan ester lipid. Apabila dalam sampel tersebut terdapat kolesterol, maka lapisan kolesterol di bagian atas menjadi warna merah. Cincin coklat yang terbentuk merupakan hasil reaksi antara kolesterol dengan asam sulfat pekat (Pramarsh 2008). Hasil percobaan menunjukan positif dengan adanya cincin warna merah pada bagian atas larutan.

Uji Liberman Buchard ketika asam sulfat ditambahkan ke dalam campuran yang berisi kolesterol, maka molekul air berpindah dari gugus C-3 kolesterol, kolesterol kemudian teroksidasi membentuk bikolestadienil. Produk ini dikonversi menjadi polimer yang mengandung kromofor yang menghasilkan warna hijau. Penambahan asam asetat anhidrat bertujuan untuk mencairkan asam sulfat (Cook 1958). Hasil uji Lieberman Buchard menunjukan hasil yang positif diliahat dari pwrubahan warna yang terjadi yaitu warna hijau.

Tabel 5 Uji kolesterol

Uji Perubahan warna Keterangan Foto
Salkowski Ditengah jingga di atas merah +
Liberman Buchard Di dasar merah di atas hjau +

Kesimpulan

Lipid larut pada pelarut eter dan kloroform sedangkan pelarut lainnya hanya ada sebagian lipid tertentu yang larut. Minyak kelapa, minyak kelapa tengik, lemak hewan, mentega dan asam oleat merupakan asam lemak tidak jenuh. Sedangkan margarin dan asam stereat merupaka asam lemak jenuh. Ketengikan terjadi karena adanya oksidasi sehingga jumlah ikatan rangkap bertambah. Uji Salkowski dan uji Liebermen Buchard bernilai positif.

Daftar Pustaka

Cook RP. 1958. Cholesterol Chemistry: Biochemistry and Pathology. New York: Academic Press Inc.

Fachri AB. 2009. Lemak dan Minyak. [terhubung berkala]. http://boyarieffacgri.blogspot.com/the_nature_has_talked/Lemak_dan_minyak.htm. [18 November 2010].

Hart dkk. 2003. Kimia Organik: Suatu Kuliah Singkat. Achmadi SS, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Organic Chemistry.

Girindra A. 1986. Biokimia I. Jakarta: Gramedia

Lehninger AL. 1982. Dasar-Dasar Biokimia Jilid 1. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Pramarsh. 2008. Test for Cholesterol. [terhubung berkala]. http://www.planetayurveda.com/cholesterol_remedies.html. [18 November 2010].

Wibowo. 2007. Virgin Coconut Oil (VCO). [terhubung berkala]. http://suaramerdeka.html. [17 November 2010.

Winarno F. 1973. Teknologi Pangan. Bogor: IPB Pr.

CAIRAN PANKREAS

An Nisa Rosiyana (G84080038)1, Ferdiansyah2, dan Waras Nurcholis3

Mahasiswa Praktikum1, Asisten Praktikum2, dan Dosen Praktikum3

Metabolisme

Departemen Biokimia, FMIPA, IPB

2010

Abstrak

Pankreas merupakan suatu organ yang menghasilkan tiga jenis enzim yaitu protease, lipase dan karohidratase. Protease berupa enzim tripsin dan khemitripsin yaang berfungsi menghidrolisi protein. Tripsin yang tidak aktif berupa tripsinogen. Lipase berupa lipase pankreas yang berfungsi menghidrolisis lemak. Karbohidratase berupa amilase pankreas yang berfungsi untuk menghidrolisis  karbohidrat. Pengujian pada setiap enzim dapat dilakuak dengan cara mengambil sampel yang mengandung protein, lemak dan karbohidrat yang akan dicampurkan cairan pankreas. Sampel ini akan diuji dengan menggunakan pemanasan pada suhu 37˚C yang merupakan suhu optimum dari enzim. Tripsin memiliki pH optimum berdasarkan hasil percobaan adalah 10. Titik akromatik pati terjadi pada menit ke-60 hal ini menunjukan bahwa enzim amilase telah menghidrolisis pati. Susu lakmus yang telah dihidrolisi akan menghasilkan warna merah muda. Warna merah muda menunjukan adanya asam lemak yang merupakan hasil dari hidrolisis. Perubahan ini terjadi pada menit ke- 100.

Pendahuluan

Pankreas adalah sebuah kelenjar ganda yang mensintesis hormon dan enzim. Pankreas melepaskan cairan pankreas ke usus halus. Cairan pankreas adalah kombinasi dari air dan beberapa enzim pencernaan, masing-masing dengan tugas khusus untuk pencernaan lemak, karbohidrat atau protein (Rasia 2010). Cairan pankreas ini jernih dan tidak berwarna, dengan pH basa, yaitu 7.5 sampai 8 atau dapat lebih tinggi lagi. Komposisinya kira-kira 98.7% adalah air dan 1.3% adalah berupa padatan organik dan anorganik terutama berupa NaCl dan bikarbonat. Enzim yang disekresikan adalah  protease, lipase, karbohidratase, dan nuklease ke dalam duodenum untuk menghidrolisis bubur (pulp) makanan.

Protease terdiri dari tripsin, khemitripsin, dan kaboksilpolipeptidase. Tripsin merupakan enzim pankreas dengan subtrat yang spesifik yang didasari oleh adanya rantai arginin dan lisin. Enzim ini disekresikan oleh pankreas dan berfungsi di dalam sistem pencernaan dan proses biologi yang lainnya. Tripsin ukuran medium protein globular dan tidak atif dari enzim ini adalah tripsinogen. Tripsin mempunyai pH optimum 7.8- 8.7 .

Lipase adalah suatu enzim ang digunakan di dalam sistem pencernaan untuk memecah lemak di dalam makanan sehingga dapat diserap dalam pencernaan. Lipase tidak hanya diproduksi di dalam kelenjar pankreas tetapi juga di dalam mulut dan perut (Carroccio A. et al 1995). Enzim ini mempunyai pH optimum 8.0.

Karbohidratase berupa amilase pankreas. Amilase merupakan enzim pencernaan yang termasuk disakarida yang berfungsi memecah karbohidrat menjadi unit yang lebih sederhana. Enzim amilase adalah enzim yang secara utama diproduksi oleh pankreas akan tetapi enzim ini juga diproduksi oleh kelenjar saliva. Enzim ini mempunyai pH optimum 6.7 – 7.0.

Metode Praktikum

a. Waktu Praktikum

Praktikum materi Cairan Pankreas ini dilakukan Laboratorium Biokimia pada tanggal 15 Oktober 2010 jam 13.00-16.00 WIB

b. Alat dan Bahan

Alat yang digunakan dalam percobaaan yaitu tabung reaksi, pH indikator, penangas air, pipet tetes, pipet volumetrik, bulp, dan spot tes.

Bahan yang digunakan adalah cairan pankreas, akuades, Na-karbonat 0.5%, Na-karbonat 1.0 %, HCl 0.6%, pati 0.5%, larutan iod, larutan Bemedict, fibrin, dan susu lakmus.

c. Prosedur Percobaan

Melihat pH optimum bekerjanya tripsin. Empat tabumg reaksi diisi dengan larutan seperti berikut:

Larutan Tabung
1 2 3 4
Cairan ekstrak pankreas 1.5 ml 1.5 ml 1.5 ml 1.5 ml
Akuades (H2O) 1.5 ml
Na-karbonat 0.5% 1.5 ml
Na-karbonat 1.0 % 1.5 ml
HCl 0.6% 1.5    ml

Setiap larutan diukur pH dan deretan tabung dimasukan kedalam penangas air 37˚C. Kemudian setiap tabung ditambahkan sedikit fibrin (yang telah diberi warna).

Hidrolisis pati oleh amilase pankreas. Sebuah tabung reaksi diisi dengan 2.5 ml larutan pati 0.5 %dan ditambahkan 1 ml cairan pankreas. Tabung reaksi yang telah diisi disimpan di dalam penangas air 37˚C. Setiap 3 menit dilakukan uji Iod sampai ada titik akromatik. Setelah itu dilakukan uji Benedict pada larutan tersebut.

Hidrolisis lemak susu oleh lipase pankreas. Dua buah tabung diisi dengan 1 ml cairan pankreas. Salah satu dari tabung dipanaskan kemudian sehunya diturunkan kembali. Kedua tabung ditambah dengan susu lakmus sebanyak 2.5 ml dan dipanaskan dalam penangas air 37˚C. Observasi dalam hitungan menit.

Hasil dan Pembahasan

Pankreas mempunyai dua fungsi. Pertama mengatur kadar gula dalam darah melalui pengeluaran glukagon, yang menambah kadar gula dalam darah dengan mempercepat tingkat pelepasan dari hati, Kedua pengurangan kadar gula dalam darah dengan mengeluarkan insulin yang mana mempercepat aliran glukosa ke dalam sel pada tubuh, terutama otot. Insulin juga merangsang hati untuk merubah glukosa menjadi glikogen dan menyimpannya di dalam sel-selnya.

Cairan pankreas mempunyai pH 7.5 sampai 8.0 atau bisa saja lebih. Namun jika cairan pankreas ini direaksikan dengan beberapa pereakasi maka akan menghasilkan pH yang berbeda dengan pH awal. Cairan pankreas yang direaksikan dengan akuades menghasilkan pH yang lebih rendah hal ini dibuktikan dengan percobaan yang dilakukan pH yang terukurnya adalah 5.0 . Akuades merupakan larutan yang netral. Pengukuran pH ini dilakukan sebelum dilakukan pemanasan.

Na-karbonat 0.5% dan Na-karbonat 1.0% adalah suatu pereaksi yang dapat membuat suasana basa. Cairan pankreas yang direaksikan dengan Na-karbonat 0.5% dan Na-karbonat 1.0 %  akan memiliki nilai pH yang lebih tinggi. Cairan pankreas menjadi lebih basa ketika ditambahkan dengan Na-karbonat 0.5% dan Na-karbonat 1.0 %. Derajat keasaman pada larutan ini sebelum dipanaskan adalah 9.0 dan 10.

HCl 0.6% merupakan suatu asam kuat yang dapat mempengaruhi pH suatu larutan. Cairan pankreas yang ditambahkan dengan HCl 0.6% akan menjadi asam dengan konsentrasi asam yang sangat kuat.

Fibrin adalah protein larut yang diproduksi sebagai respon terhadap perdarahan dan merupakan komponen utama dari bekuan darah. Fibrin adalah zat protein kuat yang diatur dalam rantai berserat panjang. Fibrin terbentuk dari fibrinogen protein larut yang diproduksi oleh hati dan ditemukan dalam plasma darah.  

Tabung 1 berisi cairan pankreas dan akuades yang ditambahkan dengan fibrin. Pada tabung ini tidak terlalu banyak benang fibrin yang dilepaskan. Hal ini terlihat dari warna larutan yang tidak terlalu  merah. Pengukuran pH yang terukur adalah 5.0 sehingga enzim tripsin tidak bekerja secara optimum. Tabung 2 berisi cairan pankreas, Na-karbonat 0.5% dan benang fibrin, pada larutan ini banyak terjadi pelepasan benang fibrin. Warna yang dihasilkan berwarna merah muda pekat. Derajat keasaman yang terukur dari larutan ini adalah 10.0. Tabung 3 berisi cairan pankreas, Na-karbonat 1.0% dan benang fibrin, pada larutan ini terjadi pelepasan benang fibrin. Namun, tidak sebanyak pada tabung 2. Tabung 4 berisi cairan pankreas, HCl 0.6% dan benang fibrin, pada larutan ini tidak terjadi pelepasan benang fibrin. Derajat keasaman yang terukur adalah 1.0 yang merupakan pH asam sehingga enzim tidak bekerja pada pH ini karena tipsin bekerja pada pH basa. Dari kempat tabung yang direaksikan didapatkan bahwa pelepasan warna fibrin itu paling banayk pada pH 10 sehingga dapat dikatakan bahwa enzim tripsin bekerja optimum pada pH 10.0 . Walaupun sebenarnya pH optimum tripsin itu adalah 7.8 – 8.7.

Tabel 1 Penentuan pH optimum tripsin

Tabung pH Pelepasan Fibrin
1 5.0 +
2 10.0 ++
3 11.0 +
4 1.0 -

Keterangan: – = Tidak pudar

+ = pudar

++ =lebih pudar

Kanji dapat diuji dengan menggunakan suatu uji yang sangat kompleks yaitu uji iodin. Kanji terdiri dari α-amilase, polimer helikal sakarida, dan amilopektin. Iodin akan membentuk dari kompleks polisakarida yang besar dengan α-amilosa helix yang akan menghasilkan warna biru-hitam. Oligosakarida dan monosakarida tidak dapat dilakukan uji Iodin (Schreck & Loffredo 1994).

Hasil percobaan pada menit ke 3 samapai dengan menit ke 57 ada perubahan warna dari warna putih menjadi warna biru. Perubahan ini menunjukan bahwa masih adanya pati. Pada menit ke-60 merupakan titik akromatik dari pati. Titik akromatik adalah saat pereaksi yodium tidak lagi positif yang ditandai tidak adanya perubahan warna dari pati. Pada menit ke-60  ini enzim amilase telah menghidrolisis pati sehingga hasil uji Iod pada menit ini bernilai negatif.

Uji Benedict merupakan uji dengan mencampurkan Cu2SO4, natrium sitrat, dan natrium karbonat ke dalam larutan uji. Reagen Benedict terdiri dari larutan alkalin yaitu ion tembaga yang akan mengoksidasi aldehid menjadi asam karbolik. Reagen ini digunakan untuk mendeteksi gula pereduksi (Schreck & Loffredo 1994).

Reaksi Uji Benedict:

R-COH + 2Cu+2 + 5 OH- → R-CO-2 + Cu2O (s, red) + 3 H2O

Uji Benedict pada menit ke- 3-57 bernilai negatif karena pada rentan menit ke- 3-57 masih terdapat pati. Pada menit ke- 60 dilakukan penambahan reagen Benedict sehingga terjadi perubahan warna menjadi hijau. Perubahan warna ini menunjukan bahwa pati merupakan gula pereduksi (Schreck & Loffredo 1994). Selain itu juga menunjukkan bahwa enzim amilase telah menhidrolisis pati (Hart et al).

Tabel 2 Pengamatan hidrolisis pati oleh amilase pankreas

Menit ke- Uji Iod Uji Benedict Perubahan warna
3- 57 + - Putih keruh menjadi biru tua
60 - + Biru tua- biru muda

Keterangan: – Uji menunjukan negatif

+ = Uji menunjukan positif

Percobaan ketiga ini menggunakan susu lakmus untuk mengetahui adanya hidrolisis lemak pada susu lakmus. Enzim yang bekerja untuk menghidrolisis lemak adalah enzim lipase. Enzim ini akan memutus ikatan yang ada di dalam lemak. Percobaan dilakukan dengan menggunakan dua sampel susu lakmus yaitu cairan pankreasnya dipanaskan terlebih dahulu dan tidak dipanaskan terlebih dahulu. Susu lakmus yang tidak dipanaskan terlebih dahulu pada menit ke 0-99 tidak tejadi perubahan warna. Begitu pula dengan susu lakmus yang dipanaskan terlebih dahulu juga tidak terdapat perubahan warna. Warnanya masih ungu muda. Namun pada menit menit ke-100 ada perubahan warna pada susu lakmus yang cairan pankreasnya tidak dipanaskan terlebih dahulu. Perubahan warna yang terjadi menjadi warna merah muda hal ini menunjukan bahwa lipase telah menghidrolisi lemak menjadi asam lemak. Asam lemak ini ditunjukan dengan warna merah muda. Sedangkan pada tabung susu lakmus yang cairan pakreasnya dipanaskan terlebih dahulu tidak terdapat perubahan warna. Hal ini terjadi karena cairan pankreasnya telah bekerja sebelum dimasukannya susu lakmus.

Tabel 3 Pengamatan hidrolisis lemak susu oleh lipase pankreas

Menit Ke- Warna yang dipanaskan Warna yang tidak dipanaskan
0-99 Ungu muda Ungu muda
100 Ungu muda Merah muda
Merah muda

Hasil pengamatan

Cairan pankreas dipanaskan terlebih dahulu

Cairan pankreas tidak dipanaskan terlebih dahulu

Setiap uji dilakukan pemanasan pada suhu 37˚C. Fungsi dilakuakn pemanasan adalah untuk mengaktifkan enzim karena enzim bekerja optimum pada suhu 37˚C. Suhu ini diatur sesuai dengan suhu rata-rata tubuh manusia. Diaturnya suhu pada 37˚C untuk mengetahui kerja enzim.

Kesimpulan

Derajat keasaman (pH) enzim tripsin adalah 8 sedangkan hasil percobaan pH yang mendekatinya adalah 10 dilihat dari pelepasan fibrin. Titik akromatik dicapai pada menit ke 60 artinya pati telah didegradasi oleh enzim amilase. Lemak yang ada dalam susu lakmus dihidrolisis lipase pada menit ke 100 dengan menghasilkan asam lemak.

Daftar Pustaka

Anonim. Amylase. [terhubung berkala] http://www.greatvistachemicals.com/biochemicals/amylase.html (20 Oktober 2010)

Anonim. Effect of pH. [terhubung berkala] http://www.worthington-biochem.com/introbiochem/effectsph.html (20 Oktober 2010)

Anonim. 2007. Fibrin. [terhubung berkala] http://www.britannica.com/EBchecked/topic/205873/fibrin (14 Oktober 2010)

Hart Harold, Leslie E. Craine, David J. Hart. Kimia Organik. Edisi ke-11. Amerika Serikat:  Michigan State University

Lehninger AL. 1998. Dasar-Dasar Biokimia 1. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Lehninger AL. 1998. Dasar-Dasar Biokimia 1I. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Schreck James O & William M. Loffredo. 1994. Qualitative Testing for Carbohydrate. Pennsylvania: University Northern Colorado & East Stroudsburg University.

Wasetiawan. 2009. Sistem pencernaan pada hewan. [terhubung berkala] http://blog.unila.ac.id/wasetiawan/files/2009/10/sistem-pencernaan-pada-hewan.pdf (20 Oktober 2010)

BIOFISIK

(Koloid, Buffer, dan Tekanan Osmotik)

An Nisa Rosiyana (G84080038)1, Saefudin2, dan Waras Nurcholis3

Mahasiswa Praktikum1, Asisten Praktikum2, dan Dosen Praktikum3

Struktur dan Fungsi Biomolekul

Departemen Biokimia, FMIPA, IPB

2010

Abstrak

Sistem koloid, buffer dan tekanan osmotik merupakan sistem yang ada dalam tubuh manusia. Ketiga sistem ini berfungsi dalam tubuh untuk membantu reaksi dalam tubuh. Misalnya buffer dibutuhkan dalan sistem dalam tubuh untuk mmepertahankan pH darah.  Pengamatan ketiga sistem ini dapat dilakukan dengan metode pengujian kualitatif. Sistem koloid dilakukan dengan pengujian terhadap koloid liofil dan koloid liofob. Sistem buffer dengan menggunakan buffer asetat standar dan buffer fosfat standar. Tekanan osmotik dengan menggunakan sampel darah yang dicampur dengan larutan NaCl yang berbeda konsentrasinya. Hasil dari sistem koloid menunjukan bahwa koloid liofob lebih mudah mengendap daripada koloid liofil jika jika ditambahkan garam. Selain itu juga antara liofil dan liofil akan terjadi gradien dan berdifusi. Jika liofil dengan liofob hanya akan ada perembesan dan tidak ada gradien. Buffer Asetat standar semakin banyak asam maka akan semakin asam. Sedangkan buffer fosfat standar semakin sedikit asam semakin asam. Tekanan osmotik dapat di lihat dari sel darah yang mengalami hipotonik jika ditambah NaCl 0.3%, isotonik NaCl 0.9% dan hipertonik dengan NaCl 5%.

Pendahuluan

Koloid adalah suatu campuran zat heterogen antara dua zat atau lebih di mana partikel-partikel zat yang berukuran koloid tersebar merata dalam zat lain. Ukuran koloid berkisar antara 1-100 nm ( 10-7 – 10-5 cm ) sehingga terkena efek Tyndall. Bersifat homogen berarti partikel terdispersi tidak terpengaruh oleh gaya gravitasi atau gaya lain yang dikenakan kepadanya sehingga tidak dijumpai pengendapan.

Berdasarkan sifat adsorpsi dari partikel koloid terhadap medium pendispersinya dapat dibedakan menjadi dua. Koloid bersifat liofil yaitu koloid yang mampu menarik pelarut contohnya kanji protein dan agar-agar. Koloid liofob yaitu koloid yang membentuk endapan dalam air contohnya sol sulfida dan sol logam (Anonim 2007).

Buffer adalah suatu sistem dalam larutan yang terdiri dari asam lemah dan basa konjugasi yang dapat mempertahankan pHnya untuk tidak berubah dari sedikit penambahan asam kuat atau basa kuat. Pemilihan buffer digunakan untuk memeriksa proses biokimia yang penting dan bersifat kritis. Hampir seluruh proses biokimia selalu diperiksa dengan larutan buffer. Larutan biokimia memerlukan sistem buffer. Sistem buffer yang efektif antara 6 sampai 8, namun adakalanya membutuhkan buffer yang lebih tinggi yaitu antara 2 sampai 12 (Boyer 1986).

Osmosis adalah proses merembesnya atau mengalirnya pelarut ke dalam larutan melalui selaput semipermiabel. Proses perembesan hanya terjadi dari larutan yang mempunyai konsentrasi yang kecil ke dalam larutan berkonsentrasi besar. Selaput permeabel merupakan selaput yang hanya dapat dilewati oleh partikel-partikel dengan ukuran tertentu. Tekanan osmotik atau osmosa adalah tekanan yang diperlukan, sehingga terjadi penghentian aliran pelarut ke dalam larutan (Zulfikar 2010).

Tekanan hidrostatis pada jaringan kurang lebih 8 mmhg. Tekanan osmosis darah 25 mmhg sedang tekanan osmosis jaringan 10mmhg dari perbedaan tekanan osmosis cairan berkehendak masuk ke arteriola 15 mmhg.

Praktikum ini bertujuan mengamati koloid liofil dan liofob serta pengendapannya oleh garam, membuat bufer asetat dan fosfat dalam berbagai tingkatan pH, serta mengamati tekanan osmotik cairan sel darah merah.

Metode Praktikum

  1. Waktu Praktikum

Praktikum materi Biofisik (Koloid, Buffer, dan Tekanan Osmotik) ini dilakukan Laboratorium Biokimia pada tanggal  08 Oktober 2010 jam 13.00-16.00 WIB

  1. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: gelas piala 250 ml, gelas pengaduk, pipet tetes, tabung reaksi, pipet volumetrik, penangas air, dan pipet Mohr.

Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: gelatin,pati, akuades dingin, air mendidih, K4Fe(CN)6 0.2 N, FeCl3 0.02 N, Ferilhidroksida 33%, larutan NaCl 10%, garam MgSO4, gelatin 15%, larutan CuSO4 5%, larutan biru berlin, eosin, larutan giemsa, larutan CH3COOH 0.1 N, larutan CH3COONa 0.1 N, larutan Na2HPO4 1/15 M, larutan KH2PO4 1/15 M, larutan NaCl 0.3%, 0.9%, dan 5%, serta darah segar.

  1. Prosedur Percobaan

Koloid gelatin 2%. Gelas piala 250 ml diisi dengan 2 gram gelatin yang ditamabahkan dengan 25 ml akuades dingin. Kemudian gelas piala dibiarkan terlebih dahulu samapai gelatin menarik air. Lalu ditambahkan 75 ml air mendidih.

Koloid pati 2%. Gelas piala 100 ml didisi dengan 2 gram pat dan ditambahkan 10 ml air dingin, Kemudian diaduk sampai homogen. Setelah itu ditambahkan 90 ml air mendidih.

Koloid Biru Berkin. Gelas piala 100 ml diisi dengan 10 tetes K4Fe(CN)6 .02 N + Fe(Cl)30.02 N kemudian diaduk samapai homogen. Lalu sebanyak 5 ml dipindahkan kedalam tabung reaksi dan tambhakan air secukupnya.

Koloid Ferihidroksida, Gelas piala 100 ml diisi dengan 1 ml ferihidroksida 33% dan ditambhkan 200 ml akuades mendidih.

Buffer standar Assetat (Walpole). Larutan 0.1 N Asam Asetat dan Na-Asetat dicampur dengan perbandingan sebagai berikut:

Volume Asetat 0.1 N (ml) Volume Na-Asetat 0.1 N (ml)
9.2 0.75
8.2 1.8
6.3 3.7
4.0 6.0
2.1 7.9

Buffer Fosfat standar (Sorensen). Larutan 1/15 M Natrium Fosfat  dan Kalium Fosfat dicampur dengan perbandingan sebagai berikut:

Volume Asetat 0.1 N (ml) Volume Na-Asetat 0.1 N (ml)
0.5 9.5
1.2 8.8
2.65 7.35
5.0 5.0
7.25 2.85

Tekanan Osmotik larutan sejati. Kantong dialisis diisi dengan larutan sukrosa 10% kemudian ujung kantong yang masih terbuka dilengkapi dengan prop karet atau gabung yang berlubang tempat pipa gelas berskala yang akan dimasukan sebagai pengukur tekanan Pos.

Tekanan Osmotik cairan sel darah merah. Tiga tabumg reaksi masing-masing diisi dengan NaCl 0.3%, NaCl 0.9%, dan NaCl 5%.  Kemudian tambahkan satu atau dua tetes darah dan disuspensikan dengan masing-masing larutan NaCl yang berbeda konsentrasi.

Hasil dan Pembahasan

Koloid liofil adalah koloid yang suka dengan air artinya koloid yang akan saling tarik menarik dengan pelarutnya. Gelatin 2% dan pati 2% ditambahkan dengan NaCl. Setelah lama didiamkan pada kedua tabung tidak terbentuk endapan. Hal ini menunjukan bahwa gelatin 2% dan  pati 2% bersifat liofil (suka air) sehingga larutan keduanya cenderung berikatan dengan air dan tidak menghasilkan endapan. Gelatin 2% dan pati 2% dapat mengendap dengan tambahan MgSO4 akan tetapi hal ini tidak dilakukan karena akan membutuhkan waktu lama.

Pada dasarnya garam dapat mengendapkan koloid karena dapat mengurangi gugus elektrostatik diantara partikel yang tersuspensi sehingga menyebabkan agregasi dan pengendapan (Oxtoby 2001). Selain garam, MgSO4 juga digunakan dalam mengendapkan koloid jika pengendapan dengan garam tidak dapat dilakukan karena MgSO4 memiliki kekuatan ionik tinggi yang berasal dari ion Mg2+ dan SO42-. Hal ini sesuai dengan teori yang menyatakan semakin tinggi muatan kation, maka semakin efektif dalam mengendapkan koloid (Pettrucci 1985).

Larutan Biru berlin dan ferihidroksida dicampurkan dengan larutan NaCl. Setelah lama didiamkan terbentuk endapan antara kedua larutan. Laruran biru berlin cenderung mengendap pada dasar tabung dan tidak bercampur dengan larutan NaCl. Larutan biru berlin tidak saling menarik dengan molekul air. Ferihidroksida juga mengendap di dasar tabung dan tidak terjadi ikatan antara ferihidroksida dengan larutan NaCl. Hal ini disebabkan sifat dari ferihidroksida yaitu liofob yang menyebabkan koloid liofob membentuk endapan dalam waktu yang relatif lama setelah ditambahkan garam, sehingga endapan yang terbentuk hanya sedikit. Partikel-partikel sol liofob tidak mengadsorpsi medium pendispersi, muatan partikel diperoleh dari adsorpsi partikel-partikel ion yang bermuatan listrik (Ratna 2009).

Tabel 1 Hasil pengendapan koloid liofil dan liofob oleh larutan garam

Larutan NaCl MgSO4 Gambar
Gelatin 2% - -
Pati 2% - -
Biru Berlin + -
Ferihidroksida + -

Keterangan:     + = Mengendap

- = Tidak mengendap

Pengamatan yang dilakukan adalah tentang sifat dari larutan koloid. Sifat yang diamati adalah sifat difusi. Difusi suatu larutan koloid liofob dan koloid liofil. Pada pengamatan dilakukan pengisian gelatin pada tabung reaksi kemudian di tambahkan giemsa, larutan CuSO4, Eosin dan biru berlin.. Gelatin merupakan koloid liofil dan giemsa juga koloid liofil maka pada pengamatan terlihat bahwa terjadi proses difusi antara keduanya dengan adanya gradien yang terbentuk. Gelatin (koloid liofil) dan larutan CuSO4 (koloid liofil)  terbentuk gradien dan bersifat difusi. Gelatin  dan eosin (koloid liofil) terbentuk gradien dan bersifat difusi. Gelatin dan biru berlin (koloid liofob) tidak terbentuk gradien yang terbentuk adalah perembesan saja karrena tidak dapat berdifusi melalui gel.

Tabel 2 Sifat-sifat larutan koloid

Larutan Hasil Pengamatan
Giemsa Difusi
CuSO4 Difusi
Eosin Difusi
Biru Berlin Tidak

Percobaan buffer asetat standar ini hanya dilakuakn dengan setengah resep saja karena percobaan ini bersifat kualitatif. Hasil uji buffer asetat standar menunjukan bahwa semakin banyak Asetat 0.1 N maka pH yang terukur semakin asam baik dengan menggunakan indikator ataupun pHmeter. Walaupun perhitungan dengan menggunkan alat dan perhitungan teoritis berbeda namun pada dasarnya sama saja semakin banyak Asetat 0.1 N maka semakin asam. Hasil perhitungan teoritisnya adalah   3.6657, 4.0959, 4.5234, 4.9309, dan 5.3299. Kapasitas buffer secara berurutannya adalah 0.7710, 0.814, 0.9524, 1.0370, dan 1.1210.

Tabel 3 Hasil buffer Asetat standar (Walpole)

Volume Asetat 0.1 N (ml) Volume Na-Asetat 0.1 N (ml) pH Terukur pH Teoritis Kapasitas Buffer
Indikator pHmeter
9.2 0.75 3 4.08 3.6657 0.7710
8.2 1.8 4 4.43 4.0959 0.8614
6.3 3.7 5 4.87 4.5234 0.9514
4.0 6.0 5 5.33 4.9309 1.0370
2.1 7.9 6 5.68 5.3299 1.1210

Ka Asetat teoritis        = 1.76 x 10-5

[H+]                             = Ka x

[H+]                             = 1.76 x 10-5 x

[H+]                             = 2.1589 x 10-4

pH                               = – log [H+]

pH                               = 4 – log 2.1589

pH                               = 3.6657

Kapasitas buffer          =

Kapasitas buffer          =

Kapasitas buffer          = 0.7710

Sistem buffer fosfat adalah suatu buffer biologi yang penting. Sistem buffer fosfat mempunyai efektivitas maksimum idekat pH 6.86 karena pka H2PO4- adalah 6.86, Jadi pasangan buffer fosfat  H2PO4-- HPO4-2 cenderung menahan perubahan pH pada kisaran antara 6.1 dan 7.7 dan karenanya , akan efektif dalam menjalankan kapasitas buffernya dalam cairan interaseluler, yang mempunyai kisaran pH 6.9-7.4 (Lehninger 1982).

Percobaan buffer fosfat standar dilakukan dengan menggunakan seperlima dari bahan yang ada di dalam penuntun karena pada percobaan yang dilakuakn adalah uji kuantitatifnya. Percobaan ini dilakukan pencampuran asam asetat dengan natrium fosfat. Semakin sedikit volume asam asetat maka pH larutan dari campuran akan semakin asam. Namun pada percobaan ada perbedaan hasil hal ini dikarenakan adanya kesalahan dan ketidaktelitian. Kapasitas buffer secara teoritisnya  dari larutan adalah  1.1774, 1.1201, 1.0615, 1.0000, dan 0.9437.

Tabel 4 Hasil buffer Fosfat standar (Sorensen)

Volume Asetat 0.1 N (ml) Volume Na-fosfat 0.1 N

(ml)

pH Terukur pH Teoritis Kapasitas Buffer
Indikator pHmeter
0.5 9.5 5 5.88 8.4842 1.1774
1.2 8.8 5 6.27 8.0708 1.1201
2.65 7.35 6 6.66 7.6485 1.0615
5.0 5.0 6 7.00 7.2055 1.0000
7.25 2.85 7 7.52 6.8000 0.9437

Ka Asetat teoritis        = 6.23 x 10-8

[H+]                             = Ka x

[H+]                             = 6.23 x 10-8x

[H+]                             = 3.2789 x 10-9

pH                               = – log [H+]

pH                               = 9 – log 3.2789

pH                               = 8.4842

Kapasitas buffer          =

Kapasitas buffer          =

Kapasitas buffer          = 1.1774

Dinding sel darah merupakan lapisan semipermiabel. Tekanan sel darah harus tetap dijaga supaya sel darah tidak rusak yaitu dengan cara menjaga aliran sel darah dengan lingkungannya. Tekanan osmotik sel darah manusia sekitar 6.6 atm pada suhu 0oC. Penambahan larutan yang tekanan osmotiknya lebih kecil ataupun lebih besar akan mempengaruhi sel-sel darah merah tersebut.

Percobaan dengan menggunakan sel darah merah tikus dengan menambahkan NaCl 0.3% mengasilkan suatu sel darah yang bersifat hipotonik. Hal ini dapat dilihat dari bentuk sel darah merah yang cembung. Hipotonik memiliki tekanan osmotik lebih rendah dari pada darah merah selain itu juga adanya aliran air menuju sel darah merah. Sel darah merah menjadi hemolisis; mengembang dan dapat pecah.

Sel darah merah yang ditambahkan NaCl 0.9% bersifat larutan isotonik. Hal ini terlihat dari bentuknya yang tidak mengalami perubahan. Larutan isotonik memiliki tekanan osmotik yang sama dengan tekanan osmotik sel darah.

Sel darah merah yang ditambahkan denagn NaCl 5% mengalami pengkerutan. Sifat dari larutannya itu adalah hipertonik. Larutan hipertonik memiliki tekanan osmotik yang lebih besar daripada sel darah merah, konsentrasinya lebih tinggi dari larutan isotonik, menyebabkan air mengalir dari sel darh merah, dan ada penyusutan sel darh merah yang disebut Krenasi.

Isotonik
Hipotonik
Hipertonik

Tabel 5 Tekanan Osmotik sel darah

Larutan Pengamatan Keterangan
NaCl 0.3% Hipotonik
NaCl 0.9% Isotonik
NaCl 5.0% Hipertonik

Kesimpulan

Pengendapan koloid liofil dengan garam pada percobaan menghasilkan tidak terbentuk endapan karena sifat liofil yang cenderung akan menarik air sehingga tidak ada endapan. Koloid liofil yang digunakan adalah gelatin 2% dan pati 2%. Sedangkan pada koloid liofob terdapat endapan karena sifatnya yang tidak suka dengan air dan cenderung untuk mengendap. Koloid yang digunakan adalah biru berlin dan ferihidroksida. Koloid liofil dan liofil akan membentuk suti gradien dan akan berdifusi. Sedangkan koloid liofil dan koloid liofob tidak terbentuk gradien namun ada perembesan yang dihasilkan. Hasil buffer standar, semakin banyak asam asetat maka nilai pH akan semakin tinggi. Pengukuran dengan pengukur pH dan pH teoritis menghasilkan pH yang hampir sama. Hasil pengukuran buffer fosfat satndar terdapat kesalahan dalam perhitungan karena nilai pH teoritis berbeda dengan pengukur pH. Percobaan tekanan osmotik pada sel darh merah menghasilkan bahwa sel darah merah yang ditambahk dengan NaCl 0.3% adalah larutan hipotonik. Sel darah merah dengan NaCl 0.9% larutan isotonik. Sel darah merah dengan NaCl 5% menghasilkan suatu larutan yang hipertonik.

Daftar Pustaka

Artika I Made dan Mega Safithri.2010.Struktur dan Fungsi Subseluler.Bogor: Departemen Biokimia Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam Institut Pertanian Bogor

Boyer Rodney F.1986.Modern Experimental Biochemistry.United State Of Amerika: The Benjamin/ Cummings Publishing Company

Lehninger AL. 1998. Dasar-Dasar Biokimia 1. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Oxtoby DW. 2001. Kimia Modern Edisi Ke-4 Jilid 1. Jakarta: Erlangga.

Pettrucci RH. 1985. Kimia Dasar: Prinsip dan Terapan Modern Jilid 2. Jakarta: Erlangga.

Ratna dkk. 2009. Koloid Liofil dan Koloid Liofob [terhubung berkala]. http://www.chem-is-try.org/materi_kimia/kimia-smk/kelas_x/koloid-liofil-dan-koloid-liofob/ (14 Oktober 2010)

Sugianto Angga. 2006. Sistem koloid. [terhubung berkala] http://sistemkoloid11.blogspot.com/ (14 Oktober 2010)

Wijaya Betut Sendra. 2008. Peredaran Darah dan Limfa. Yoyakarta: Fakultas Ilmu Keolahragaan

Winiati. 2007. Koloid liofil dan koloid liofob. [terhubung berkala] http://kimia.upi.edu/utama/bahanajar/kuliah_web/2007/Winiati%20%28044482%29new/liofil%20dan%20liofob.html (14 oktober 2010)

Zulfikar. 2010. Tekanan Osmotik. [terhubung berkala] http://www.chem-is-try.org/materi_kimia/kimia-kesehatan/sifat-koligatif-dan-koloid/tekanan-osmotik/ (14 oktober 2010)

ENZIM PENCERNAAN

(Getah Lambung)

An Nisa Rosiyana (G84080038)1, Putra Hidayat N2, dan Waras Nurcholis3

Mahasiswa Praktikum1, Asisten Praktikum2, dan Dosen Praktikum3

Metabolisme

Departemen Biokimia, FMIPA, IPB

2010

Abstrak

Proses pencernaan merupakan suatu proses yang terdiri dari proses mekanik dan poses kimia. Proses mekanik dapat dibantu dengan gerakan peristaltik sedangkan proses kimiawi dibantu dengan bantuan enzim. Pepsin merupakan enzim pencernaan yang berfungsi untuk memecah ikatan peptide antara asam amino yang membentuk protein. Aktivasi pepsinogen dapat dengan menggunakan ekstrak pepsinogen yang ditambahkan HCl dan fibrin. Begitu pula dengan aktivitas pepsin dapat dilihat dengan penambahan HCl dan akuades. Pepsinogen akan teraktivasi pada larutan yang asam. Aktivitasi pepsinogen dapat dinetralisir dengan penambahan Na-karbonat. Penambahan Na-karbonat pada pepsin dengan pH rendah tidak akan berpengaruh pada aktivitas pepsin. Pepsin tidak akan bekerja pada suhu 100˚C karena suhu optimum dari pepsin adalah 37˚C. Pepsin juga mempunyai pH optimum yaitu 2.0 sehingga jika pepsin diaktivasi pada pH 4.0 tidak akan bekerja.

Pendahuluan

Proses pencernaan dapat dilakukan dengan cara mekanik dan kimiawi. Proses mekanik adalah proses pengubahan makanan yang berukuran besar ampai ukurannya lebih kecil.Proses ini dibantu engan gigi, lambung dan usus selain itu juga dibantu dengan adanya gerakan peristaltik. Sedangkan pencernaan kimiawi adalah pengubahan secara kimia dilakukan dengan bantuan enzim.

Getah lambung adalah merupakan cairan yang ada di dalam lambung. Komponen getah lambung terdari dari air, asam klorida dan enzim. Sekresi dari getah lambung diatur oleh mekanisme syaraf dan hormonal. Impuls parasimpatis yang terdapat pada medula dihantarkan melalui syaraf vagus dan merangsang gastrik glands untuk mensekresikan pepsinogen, asam klorida, mukus, dan hormon gastrin.
Ada tiga faktor yang merangsang sekresi lambung, yaitu : fase sefalik, fase gastrik, dan fase intestinal.

Asam lambung mempunyai pH sekitar 1,00 sampai 2,00. Fungsi utamanya adalah pemecahan molekul protein dengan mengaktivasi pepsin. Fungsi lainnya adalah kerja pendahuluan terhadap protein sebelum dipecah pepsin, yaitu berupa denaturasi dan hidrolisis, aktivasi pepsinogen menjadi pepsin, mempermudah penyerapan Fe, sedikit menghidrolisis suatu disakarida, merangsang pengeluaran sekretin, suatu hormon yang terdapat dalam duodenum, dan mencegah terjadinya fermentasi dalam lambung oleh mikroorganisme (Poedjiadi, 1994).

.Prinsip dari aktivitas di perut adalah memulai pencernaan protein. Bagi orang dewasa, pencernaan terutama dilakukan melalui enzim pepsin. Pepsin memecah ikatan peptide antara asam amino yang membentuk protein. Rantai protein yang terdiri dari asam amino dipecah menjadi fragmen yang lebih kecil yang disebut peptide. Pepsin paling efektif di lingkungan yang sangat asam di perut (pH=2) dan menjadi inakatif di lingkungan yang basa. Pepsin disekresikan menjadi bentuk inakatif yang disebut pepsinogen, sehingga tidak dapat mencerna protein di sel-sel zymogenic yang memproduksinya. Pepsinogen tidak akan diubah menjadi pepsin aktif sampai ia melakukan kontak dengan asam hidroklorik yang disekresikan oleh sel parietal. Kedua, sel-sel lambung dilindungi oleh mukus basa, khususnya setelah pepsin diaktivasi. Mukus menutupi mukosa untuk membentuk hambatan antara mukus dengan getah lambung. Pepsin A adalah suatu komponen yang besar yang memiliki berat molekul 35.000 daltons dan pH optimum  kira-kira 1.0 untuk subrat kasein dan hemoglobin jika subtrat adalah protein asli. Pepsin akan memotong grup karbolik dari asam amino seperti fenilalanin dan tirosin. Pepsin tidak memotong ikatan yang ada di valin, alanin, atau glisin. Pepsin tidak bekerja pada pH 6.0.

Praktikum ini bertujuan mengetahui aktivasi pepsinogen dan aktivitas pepsin. Aktivasi pepsinogen pada asam kuat. Selain itu juga untuk mengetahui aktivitas pepsin pada pH dan suhu optimumnya.

Metode Praktikum

  1. Waktu Praktikum

Praktikum materi Enzim Pencernaan (Getah Lambung) ini dilakukan Laboratorium Biokimia pada tanggal 8 Oktober 2010 jam 13.00-16.00 WIB.

  1. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: tabung reaksi, penangas air, pipet volumetrik, balb, indikator universal, gelas piala, stopwatch, batang pengaduk, dan termometer.

Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: ekstrak pepsinogen, HCl 0.4%, akuades, Na-karbonat 0.5%, fibrin, ekstrak pepsin, dan HCl 1 N .

  1. Prosedur Percobaan

Aktivasi Pepsinogen 2.1. Sebanyak 4 ml ekstrak pepsinogen dimasukan kedalam dua buah tabung reaksi. Tabung 1 ditambahkan 3 ml HCl 0.4% dan tabung dua dimasukan 3 ml akuades kemudian dikocok. Lalu kedua tabung disimpan didalam penangas air selama 15 menit dengan suhu 37-40˚C.

Aktivasi Pepsinogen 2.2. Sebanyak 4 ml ekstrak pepsinogen dimasukan kedalam dua buah tabung reaksi. Tabung 1 ditambahkan 3 ml HCl 0.4% dan tabung dua dimasukan 3 ml akuades kemudian dikocok. Lalu kedua tabung disimpan didalam penangas air selama 15 menit dengan suhu 37-40˚C. Kemudian tabung 1 ditambahkan Na-karbonat 0.5% dan tabung 2 ditambahkan akuades sehingga volumenya sama. Lalu keduanya ditambah 3 ml Na-karbonat 0.5% dan dinkubasi pada suhu 37-40˚C selama 15 menit . Lalu ditambahkan dengan HCl samapai pH 1.0-2.0.

Aktivitas pepsin 2.1. Dua tabung reaksi diisi dengan 3 ml ekstrak pepsin dan 3 ml HCl. Tabung 1 dipanaskan pada penangas air selama 15 menit dan dinginkan. Lalu kedua tabung ditambahkan fibrin sama banyak dan keduanya dipanaskan di dalam penangas air.

Aktivitas pepsin 2.2. Tiga tabung reaksi dan diisi dengan HCl 1 N, akuades, dan ekstrak pepsin dengan perbandingan seagai berikut:

Tabung HCl 1 N (ml) Akuades (ml) Pepsin (ml) pH
1 0.0 2.5 2.5 4
2 0.2 2.3 2.5 2.1
3 0.6 1.9 2.5 1.2

Hasil dan Pembahasan

Fibrin adalah protein larut yang diproduksi sebagai respon terhadap perdarahan dan merupakan komponen utama dari bekuan darah . Fibrin adalah zat protein kuat yang diatur dalam rantai berserat panjang. Fibrin terbentuk dari fibrinogen protein larut yang diproduksi oleh hati dan ditemukan dalam plasma darah.  Bila hasil kerusakan jaringan di perdarahan, fibrinogen diubah pada luka menjadi fibrin oleh trombin , enzim pembekuan. Molekul fibrin kemudian bergabung membentuk benang fibrin panjang yang melibatkan platelet, membangun jaringan yang mengeras secara bertahap dan kontrak untuk membentuk bekuan darah. Proses pengerasan distabilkan oleh zat yang dikenal sebagai faktor fibrin.

Pepsinogen adalah bentuk dari enzim pepsin yang belum aktif. Aktivitas pepsinogen dapat dilihat dari pengamatan yang dilakukan. Pada percobaan tabung 1 dengan penambahan HCL 0.4% mengasilkan warna yang lebih keruh dari pada tabung 2 yang ditambah akuades. Pada tabung 2 cenderung tidak ada perubahan warna karena tidak ada pelepasan benang-benang fibrin. Sedangkan pada tabung 1 terdapat pelepasan benang-benang fibrin yang ditunjukan dengan adanya warna merah. Percobaan ini menunjukan bahwa pepsin bekerja pada asam kuat dan tidak bekerja pada larutan yang bersifat netral.

Tabel 1 Pengamatan aktivitas pepsinogen

Tabung Pengamatan Ga
1 +
2 -

Keterangan:

-           = tidak pudar

+          = pudar

++        = lebih pudar

Percobaan dilakukan pada 2 jenis perlakuan yang berbeda. Tabung 1 ektstrak pepsinogen ditambahakan dengan HCl 0.4% yang dipanaskan pada suhu 37˚C. Hasilnya menunjukan adanya perubahan warna namun ketika di tambahkan dengan Na-karbonat enzim tidak dapat bekerja lagi. Tabung 2 ektstrak pepsinogen ditambahakan dengan akuades yang dipanaskan pada suhu 37˚C. Hasilnya pepsin tidak bekerja. Penambahan Na-karbonat pada tabung 2 tidak berpengaruh terhadap pepsin karena tetap saja pepsin tidak bekerja.

Tabel 2 Pengamatan aktivitas enzim

Tabung Pengamatan Gambar
1 +
2 ++

Keterangan:

-           = tidak pudar

+          = pudar

++        = lebih pudar

Pepsin tidak akan bekerja pada suhu terlalu tinggi. Pepsi akan rusak jika dipanaskan pada suhu 100˚C karena ikatan yang ada didalam pepsin terdenaturasi. Hasil percobaan pepsin menunjukan kerusakan ketika dipanaskan pada suhu 100˚C hal ini terlihat dari hasil percobaan. Awalnya pepsin bekerja pada suhu 37˚C namun ketika suhu terus naik pepsin berhenti bekerja. Pepsin yang  diinkubasi pada suhu 37˚C bekerja dengan baik hal ini terlihat dari benang-benarng fibrin yang terlepas semakin banyak. Hasil ini menunjukan bahwa pH optimum pepsin adalah 37˚C.

Tabel 3 Suhu optimum aktivitas pepsin

Tabung Pengamatan Gambar
1 ++
2 ++

Keterangan:

-           = tidak pudar

+          = pudar

++        = lebih pudar

Tabung 1 berisi akuades dan pepsin tidak ada penambahan HCl 1N didapatkan hasil tidak ada reaksi yang terjadi ketika dipanaskan pada suhu 37˚C. Hal ini terjadi karena pH tabung 1 tidak sampai pada pH optimum dari pepsin. Derajat keasaman dari tabung 1 adalah 4.0. Tabung 2 berisi HCl 1N,akuades, dan pepsin dengan pH 2.0 kemudian ketika dipanaskan pada suhu 37˚C terjadi pelepasan benang-benang fibrin dengan intensitas yang banyak. Suhu 37˚C merupakan suhu optimum bagi pepsin dam pH 2.0 adalah pH optimum bagi aktivitas pepsin.

Tabel 4 Pengamatan konsentrasi optimum HCl untuk aktivitas hidrolisis pepsinogen

Tabung Pengamatan Gambar
1 -
2 ++
3 +

Keterangan:

-           = tidak pudar

+          = pudar

++        = lebih pudar

Kesimpulan

Aktivitas pepsinogen dapat terjadi pada asam yang kuat karena asam ini mengaktifkan pepsinogen dengan perubahan warna yang ditunjukan oleh fibrin.. Asam kuat yang digunakan adalah HCl. Pepsinogen yang telah diaktifkan dengan HCl tidak akan aktif lagi dengan adanya penambahan Na-karbonat. Namun jika sebelumnya belum diaktifkan maka pepsinogen akan aktif meski ada penambahan Na-karbonat. Enzim pepsin tidak bekerja pada suhu 100˚C karena yang terjadi adalah enzim akan rusak. Suhu optimum bagi pepsin adalah 37˚C. Pepsin akan bekerja secara baik dengan pH optimum 2.0.

Daftar Pustaka

Anonim. 2007. Fibrin. [terhubung berkala] http://www.britannica.com/EBchecked/topic/205873/fibrin (14 Oktober 2010)

Adibah.  2008. Lambung. [terhubung berkala]. http://id.shvoong.com/exact-sciences/biology/1834959-lambung/ (14 Oktober 2010)

Lehninger AL. 1998. Dasar-Dasar Biokimia 1. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Lehninger AL. 1998. Dasar-Dasar Biokimia 2. Thenawijaya M, penerjemah. Jakarta: Erlangga. Terjemahan dari: Principles of Biochemistry.

Poedjiadi, Anna. 1994. Dasar-Dasar Biokimia. Jakarta: UI Press.

BIOFISIK

(Bobot Jenis, Tegangan Permukaan, dan Emulsi)

An Nisa Rosiyana (G84080038)1, Indra Kurniawan Saputra2, dan Waras Nurcholis3

Mahasiswa Praktikum1, Asisten Praktikum2, dan Dosen Praktikum3

Struktur dan Fungsi Biomolekul

Departemen Biokimia, FMIPA, IPB

2010

Abstrak

Sifat bofisik dari suatu cairan atau larutan terkadang menjadi suatu yang menakjubkan seperti halnya klip yang dapat mengapung ataupun serangga yang dapat bertahan diata permukaan air. Padahal pada kenyataannya hal itu merupakan sifat alami dari larutan atau cairan tersebut. Dalam hal ini yang berperan adalah bobot jenis dan tegangan permukaan. Bobot jenis suatu larutan dapat dikur dengan menggunakan urinometer. Sedangkan untuk tegangan permukaan dengan menggunakan jaum dan jumlah tetesan larutan sampel.  Percobaan emulsi dengan menggunakan beberapa samapel dari bahan yang alami dan dari emulsi industri. Hasil percobaan menunjukan bahwa bobot jenis suatu larutan itu berbeda-beda. Hal ini bergantung pada komponen yang ada didalamnya. Misalnya sala satu percobaan adalah urin. Urin yang lebih pekat memiliki bobot yang lebih besar dari pada urin yang tidak pekat. Tegangan permukaan suatu cairan pun berbeda tergantung jenis cairannya. Permukaan air teregang akibat adanya gaya tarik tarik antar molekul air di permukaan. Dengan kata lain terdapat gaya kohesi pada molekul-molekul air di permukaan.Gaya kohesi ini selalu berusaha untuk memperkecil luas permukaan zat air. Hasil pengamatan menunujukan bahwa NaCl memiliki tegangan permukaan yang paling tinggi dengan jumlah tetesan 26. Tipe emulsi minyak kelapa dan air adalah W/O. Minyak kelapa dan sabun cenderung tidak stabil dengan tipe emulsi O/W. Minyak kelapa dan gum arab bersifat stabil dengan tipe emulsi W/O. Susu bersifat stabil dengan tipe emulsi O/W. Margarin bersifat stabil dengan tipe emulsi O/W. Kesimpulan dari seluruh percobaan ini menyatakan bahwa sifat biofisik yang meliputi bobot jenis, tegangan permukaan dan emulsi suatu larutan akan berbeda-beda sesuai dengan partikel molekul yang ada di dalam larutan tersebut.

Pendahuluan

Bobot jenis adalah suatu rasio massa suatu benda atau suatu zat dengan massa air pada volume dan temperatur yang sama. Temperatur dapat ditentukan sendiri atau sesuai dengan alat uang kita gunakan. Bobot jenis dari suatu larutan bergantung pada komponen yang ada didalam larutan tersebut. Sehingga menjadikan setiap larutan beebeda bobot jenisnya (Rifki 2009).

Pengukuran Bobot jenis ini dapat dilakukan dengan menggunakan urinometer. Urinometer memiliki skala 1.000 – 1.060 g/ml (tiga desimal) dan umumnya dipergunakan pada temperatur 60oF atau 15.5oC. Bila temperatur cairan yang akan diukur bukan 15.5oC, maka harus dilakukan koreksi. Koreksi tersebbut dilakukan dengan cara menambah angka satu pada angka ketiga di belakang koma untuk setiap 3o di atas temperatur peneraan atau mengurangi satu angka pada angka ketiga di belakang koma untuk setiap 3o di bawah temperatur peneraan (Rifqi 2009).

Tegangan permukaan adalah daya tahan lapisan tipis permukaan suatu cairan terhadap usaha untuk merubah luas permukaan caian tersebut.  Tegangan permukaan terjadi karena permukaan zat cair cenderung untuk menegang sehingga permukaannya tampak seperti selaput tipis. Hal ini dipengaruhi oleh adanya gaya kohesi antara molekul air.

Molekul cairan biasanya saling tarik menarik. Di bagian dalam cairan, setiap molekul cairan dikelilingi oleh molekul-molekul lain di setiap sisinya; tetapi di permukaan cairan, hanya ada molekul-molekul cairan di samping dan di bawah. Di bagian atas tidak ada molekul cairan lainnya. Karena molekul cairan saling tarik menarik satu dengan lainnya, maka terdapat gaya total yang besarnya nol pada molekul yang berada di bagian dalam cairan.

Sebaliknya, molekul cairan yang terletak dipermukaan ditarik oleh molekul cairan yang berada di samping dan bawahnya. Akibatnya, pada permukaan cairan terdapat gaya total yang berarah ke bawah. Karena adanya gaya total yang arahnya ke bawah, maka cairan yang terletak di permukaan cenderung memperkecil luas permukaannya, dengan menyusut sekuat mungkin. Hal ini yang menyebabkan lapisan cairan pada permukaan seolah-olah tertutup oleh selaput elastis yang tipis.

Emulsi adalah sistem koloid yang partikel terdispersi dan medium pendispersinya sama-sama cair. Ditinjau dari segi kepolaran, emulsi merupakan campuran cairan polar dan cairan non polar. Sifat emulsi pada umumnya kurang stabil, kestabilan emulsi dapat terlihat pada keadaannya yang selalu keruh seperti pada susu dan santan. Untuk memantapkan emulsi diperlukan zat pemantap yang disebut emulgator (Winiati 2007).

Praktikum ini bertujuan mengetahui bobot jenis berbagai larutan alamiah dan urin, membandingkan tegangan permukaan beberapa fluida, dan mengetahui stabilitas berbagai emulsi.

Metode Praktikum

  1. Waktu Praktikum

Praktikum materi Biofisik ini dilakukan Laboratorium Biokimia pada tanggal 1 Oktober 2010 jam 08.00-11.00 WIB.

  1. Alat dan Bahan

Alat-alat yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: urinometer, gelas piala, gelas arloji, jarum, pipet Mohr, pipet volumetrik, balb, tabung reaksi, mortar, termometer, dan mikroskop.

Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum ini antara lain: akuades, larutan NaCl 0.3%, larutan NaCl 0.9%, larutan NaCl 5%, air kelapa, air sumur, air sungai, urin, cairan empedu, albumin, air sabun, larutan NaCl 20%, alkohol, minyak tanah, minyak kelapa, sudan merah, gum arab, susu segar, dan margarin.

  1. Prosedur Percobaan

Berbagai jenis berbagai larutan alamiah. Bahan alamiah disiapkan. Bahan alamiah yang digunakan adalah akuades, larutan NaCl 0.3%, larutan NaCl 0.9%, larutan NaCl 5%, air kelapa, air keran, urin, glukosa 5%, dan albumin  1%. Bahan yang telah disiapkan dimasukan ke dalam gelas ukur sebanyak 22 ml. Kemudian diukur suhu dari setiap sampel dengan menggunakan termometer. Setelah diukur suhunya kemudian ke dalam gelas ukur masukan urinometer untuk menghitung bobot jenis dari setiap sampel. HAsil pengukuran bobot jenis dapat dilihat di alat urinometer.

Bobot jenis urin manusia. Percobaan ini dilakukan sama dengan proses pengukuran bobot jenis pada sampel alamiah.

Tegangan permukaan cairan alamiah. Jarum disimpan kedalam gelas arloji. Kemudian gelas arloji diisi dengan akuades sehingga jarum mengapung. Pengisian akuades kedalam arloji harus dilakuakn dengan hati-hati. Pengukuran tegangan permukaan juga dilakuakn pada sampel yang lainnya meliputi: cairan empedu, air kelapa, air sungai, dan larutan detergen.

Jumlah tetesan dan tegangan permukaan. Akuades yang telah disiapkan sebanyak 1 atau 2 ml dihitung jumlah tetesannya dengan menggunakan pipet. Pipet yang digunakan harus sudah dicuci terlebih dahulu. Percobaan ini diulangi lagi dengan menggunakan sampel yang berbeda larutan Nacl 20%, alkohol, minyak tanah, dan air sabun.

Emulsi minyak kelapa dan air. Minyak kelapa dan air dimasukan ke dalam tabung reaksi dengan volume yang sama. Kemudian dicampurkan dan dikocok agak lama. Perubahan yang terjadi harus diperhatikan.

Emulsi minyak kelapa dan sabun. Perngerjaan sama dengan percobaan minyak kelapa dan air.

Emulsi minyak kelapa dengan gum arab. Gum arab ditimbang sebanyak 1 gram. Gum arab yang telah ditimbang dimasulkan ke dalam mortar lalu ditambahkan minyak kelapa dan sabun. Kemudian ditambahkan akuades sebanyak 3 ml sampai homogen dan pekat. Lalu ditambahkan 5 ml akuades sedikit-sedikit sambil diaduk. Hasil pencampuran dilihat dengan menggunakan mikroskop.

Emulsi alamiah. Susu segar dimasukan kedalam tabung reaksi dan kemudian diamati dengan menggunakan mikroskop. Perhatikan sifat alamiahnya.

Emulsi Industri. Margarin diletakan di atas kaca preparat kemudian diperhatikan dengan menggunakan mikroskop.

Hasil dan Pembahasan

Praktikum kali ini adalah untuk menghitung bobot jenis suatu larutan, tegangan permukaan dan emulsi. Bobot jenis suatu larutan dapa dihitung dengan menggunakan urinometer. Perhitungan tegangan permukaan dengan menggunakan jarum yang diletakan ke dalam beberapa larutan sampel yang berbeda dan banyaknya tetesan yang dihasilkan oleh suatu cairan. Percobaan emulsi menggunakan mikroskop untuk melihat penampang bagian dari larutan yang bersifat emulsi.

Percobaan pertama adalah menggunakan hidrometer atau urinometer. Urinometer ini biasa digunakan untuk megukur bobot jenis dari suatu larutan, Penghitungnya dengan menggunakan selisih suhu dari suatu larutan dengan suhu yang ada di urinometer ataupun sebaliknya.

Larutan yang digunakan dalam percobaan adalah akuades, larutan NaCl 0.3%, larutan NaCl 0.9%, larutan NaCl 5%, air kelapa, air keran, urin, glukosa 5%, dan albumin  1%. Masing-masing larutan sampel itu memiliki bobot jenis terbaca 1.000 g/ml, 1.016 g/ml, 1.026 g/ml, 1.0022 g/ml, 1.0254 g/ml, 1.0344 g/ml, 0.998 g/ml, 1.000 g/ml, dan 1.0158 g/ml. Air keran dan akuades memiliki nilai bobot jenis yang sama yaitu 1.000 g/ml. Keduanya mempunyai komposisi yang sama sehingga bobot jenisnya pun sama tidak ada perbedaan. Albumin memiliki bobot jenis yang paling rendah dari pada bobot jenis yang lainnya. Bobot jenis dari NaCl 5% lebih besar dari pada bobot NaCl 0.3% dan NaCl 0.9%. Perbedaan ketiganya disebabkan adanya perbedaan konsentrasi dalam larutan NaCl. Hal ini sesuai dengan teori bahwa semakin besar konsentrasi senyawa dalam larutan, maka semakin besar pula bobot jenis larutan tersebut .

Tabel 1 Bobot jenis zat cair

Sampel

T larutan(˚C)

T alat (˚C)

Bobot Jenis  Terbaca (gr/ml)

Faktor Terbaca (˚C)

Bobot Jenis Terkoreksi (gr/ml)

Air Keran 27 27 1 3 1.000
Air Kelapa 27 27 1.016 3 -
Urin 29 27 1.025 3 1.026
NaCl 0.3% 27.5 27 1.002 3 1.0022
NaCl 0.9% 28 27 1.006 3 1.0254
NaCl 5% 28 27 1.034 3 1.0344
Albumin 25 27 0.999 3 0.998
Aquades 27 27 1.000 3 1.000
Glukosa 26.5 27 1.016 3 1.0158

Conton perhitungan (Albumin):

Faktor Koreksi =

Faktor Koreksi=

Bobot Jenis Terkoreksi = BJ terbaca- Fakor koreksi

Bobot Jenis Terkoreksi =0.999-0.001

Bobot Jenis Terkoreksi =0.998 g/ml

Urin merupakan hasil dari ekskresi manusia yang dihasilkan dari penyaringan darah yang dilakukan di ginjal. Urin normal berwarna kekuning-kuningan atau terang dan transparan. Berat jenis urin normal adalah 1.010- 1.025 g/ml. Berat jenis urin ini tergantung pada kandungan urin tersebut. Kandungan urin yang dikeluarkan lewat ureter adalah 96% air, 1,5% garam, 2,5% urea, dan sisa substansi lain, misalnya pigmen empedu yang berfungsi memberi warna dan bau pada urin.

Urin kelompok satu memiliki bobot jenis yang paling tinggi yaitu 1.026 g/ml. Urin ini terlihat lebih pekat warnanya. Urin kelompok dua memiliki bobot jenis 1.025 g/ml berbeda 0.001 g/ml dengan urin kelompok satu. Urin kelompok tiga memiliki bobot jenis urin yang paling kecil yaitu 1.0066 g/ml. Hal ini dikarenkan urin tidak terlalu pekat.

Tabel 2 Bobot jenis urin

Kelompok T alat (oC) T urin (oC) BJ terukur BJ terkoreksi
1 27.0 29 1.025 1.026
2 27.5 34 1.023 1.025
3 27.5 32 1.005 1.0066

Suatu larutan memiliki tegangan permukaan yang berbea-beda. Perbedaan tegangan permukaan ini dapat dilihat dari beberapa sampel yang digunakan.  Sampel yang digunakan dalam praktikum ini adalah akuades, cairan empedu, air kelapa, air keran dan detergen. Masing-masing dari sampel itu memiliki tegangan permukaan yang berbeda yaitu mngapung, tenggelas mengapung, mengapung, dan tenggelam. Sampel yang mengapung seperti akuades, air kelapa, dan air keran karena ketiga larutan sampel ini memiliki bobot jenis yang lebih besar dari pada bobot jenis jarum. Cairan empedu dan detergen memiliki bobot jenis yang lebih rendah dari pada jarum sehingga jarum pun tenggelam.

Perbedaan hasil ini dikarenakan tegangan permukaan disebabkan oleh interaksi molekul-molekul zat cair dipermukaan zat cair. Di bagian dalam cairan sebuah molekul dikelilingi oleh molekul lain disekitarnya, tetapi di permukaan cairan tidak ada molekul lain dibagian atas molekul cairan itu. Hal ini menyebabkan timbulnya gaya pemulih yang menarik molekul apabila molekul itu dinaikan menjauhi permukaan, oleh molekul yang ada di bagian bawah permukaan cairan. Sebaliknya jika molekul di permukaan cairan ditekan, dalam hal ini diberi jarum, molekul bagian bawah permukaan akan memberikan gaya pemulih yang arahnya ke atas, sehingga gaya pemulih ke atas ini dapat menopang jarum tetap di permukaan air tanpa tenggelam. Hal ini juga berlaku dengan sampel yang lainnya.

Tabel 3 Tegangan Permukaan pada cairan alamiah

Sampel Hasil Pengamatan
Akuades Mengapung
Cairan empedu Tenggelam
Air kelapa Mengapung
Air keran Mengapung
Detergen Tenggelam

Tegangan permukaan terjadi karena interaksi antar molekul yang mempertahankan luas permukaan. Pada percobaan yang dilakukan  pada beberapa sampel NaCl 20%, akuades, alkohol, alkohol, minyak kelapa, dan air sabun. Jumlah tetesan yang dihasilkan oleh sampel tersebut berbeda –beda. Secara berurutan jumlah tetesan sampelnya adalah 26 tetesan, 29 tetesan, 35 tetesan, 35 tetesan, dan 57 tetesan. Tingginya tegangan permukaan pada NaCl 20% disebabkan molekul-molekulnya berinteraksi lebih kuat, sehingga tetes-tetes yang dihasilkanpun lebih besar. Selain itu juga, konsentrasi NaCl yang besar menjadikan banyaknya tarikan antara molekul didalamnya. Sehingga hal ini mengakibatkan jumlah tetesan yang lebih sedikit dibandingkan dengan cairan lainnya yang tegangan permukaannya lebih lemah. Alkohol, walaupun mempunyai ikatan hidrogen, merupakan cairan yang mudah menguap, sehingga gaya antar molekulnya lemah, yang menyebabkan tegangan permukaannya lemah. Sedangkan air sabun merupakan cairan yang menurunkan tegangan permukaan zat cair sehingga sesuai dengan fungsinya, cairan tersebut dapat mengemulsikan dua zat yang kepolarannya berbeda, contohnya adalah lemak dan air. Pembahasan di atas menjelaskan bahwa semakin besar tegangan permukaan suatu larutan maka semakin kuat permukaan larutan untuk memberikan gaya tolak ke atas bagi benda yang ada di atasnya.

Tabel 4 Jumlah tetesan dan tegangan permukaan cairan

Sampel Jumlah tetesan
NaCl 20% 26 Tetesan
Akuades 29 Tetesan
Alkohol 35 Tetesan
Minyak kelapa 35 Tetesan
Air sabun 57 Tetesan

Emulsi adalah sistem dua fase, yang salah satu cairannya terdispersi dalam cairan yang lain, dalam bentuk tetesan kecil. Jika minyak yang merupakan fase terdispersi dan larutan air merupakan fase pembawa, sistem ini disebut emulsi minyak dalam air. Sebaliknya, jika air atau larutan air yang merupakan fase terdispersi dan minyak atau bahan seperti minyak sebagai fase pembawa, sistem ini disebut emulsi air dalam minyak. Emulsi dapat distabilkan dengan penambahan bahan pengemulsi yang mencegah koalesensi, yaitu penyatuan tetesan kecil menjadi tetesan besardan akhirnya menjadi suatu fase tunggal yang memisah (Anonim, 1995).

Komponen utama emulsi berupa fase disper (zat cair yang terbagi-bagi menjadi butiran kecil kedalam zat cair lain (fase internal)); Fase kontinyu (zat cair yang berfungsi sebagai bahan dasar (pendukung) dari emulsi tersebut (fase eksternal)); dan emulgator (zat yang digunakan dalam kestabilan emulsi). Berdasarkan macam zat cair yang berfungsi sebagai fase internal ataupun eksternal, maka emulsi digolongkan menjadi 2 : emulsi tipe W/0 (emulsi yang terdiri dari butiran air yang tersebar ke dalam minyak, air berfungsi sebagai fase internal & minyak sebagai fase eksternal) dan emulsi tipe O/W (emulsi yang terdiri dari butiran minyak yang tersebar ke dalam air).

Percobaan dilakukan dengan menggunakan beberapa sampel diantaranya minyak kelapa dan air; minyak kelapa dan air sabun; minyak kelapa dan gum arab; emulsi alamiah (susu); dan emulsi industri (margarin). Minyak kelapa dan air bersifat stabil dengan tipe emulsi W/O yaitu medium terdispersi air dan medim pendispersinya minyak . Minyak kelapa dan sabun cenderung tidak stabil dengan tipe emulsi O/W  yaitu medium terdispersinya minyak dan medium pendispersinya air. Minyak kelapa dan gum arab bersifat stabil dengan tipe emulsi W/O. Susu bersifat stabil dengan tipe emulsi O/W. Margarin bersifat stabil dengan tipe emulsi O/W.

Tabel 5 Data pengamatan berbagai emulsi

Emulsi

Pengamatan

Minyak kelapa & Air Minyak kelapa & Sabun Minyak kelapa & Gum arab Emulsi alamiah (susu) Emulsi industri (margarin)
Kestabilan

Tipe emulsi

Medium terdispersi

Medium pendispersi

++

W/O

Air

Minyak

+

O/W

Sabun

Minyak

++

W/O

Gum arab

Minyak

++

O/W

asam lemak

Air

++

O/W

Lemak

Minyak

Keterangan:

+        = Sedikit stabil

++      = Stabil

+++    = Sangat stabil

Kesimpulan

Bobot jenis larutan dihitung dengan menggunakan urinometer. Urinometer yang digunakan adalah urinometer suhu 27˚C dan 27.5˚C. Perhitungan bobot jenis ini dilakukan pada beberapa sampel yaitu akuades, larutan NaCl 0.3%, larutan NaCl 0.9%, larutan NaCl 5%, air kelapa, air keran, urin, glukosa 5%, dan albumin  1%. Hasil pengukuran 1.000 g/ml, 1.016 g/ml, 1.026 g/ml, 1.0022 g/ml, 1.0254 g/ml, 1.0344 g/ml, 0.998 g/ml, 1.000 g/ml, dan 1.0158 g/ml. Penentuan tegangan permukaan yang paling tinggi adalah NaCl 20% dan yang paling rendah adalah alkohol. Namun pada dasarnya tegangan permukaan yang paling besar adalah akuades. Emulsi yang paling tidak stabil adalah minyak kelapa dan sabun dengan zat terdispersinya  sabun dan zat pendispersinya minyak.

Daftar Pustaka

Aisyah. 2009. Emulsi [terhubung berkala]. http://rgmaisyah.wordpress.com/2008/12/03/emulsi/ [3 Oktober 2010]

Anonim. 2009. Tegangan permukaan. [terhubung berkala]. http://www.e-dukasi.net/mapok/mp_files/mp_213/permukaan.html. (07 Oktober 2010)

Eiknujomorp. 2010. Emulsi. http://www.Emulsi%20_%20BLoG%20kiTa [terhubung berkala] (3 Oktober)

Harnawati. 2008. Konsep Dasar Kebutuhan Eliminasi Urin.  [terhubung berkala) ( 07 Oktober 2010) http://harnawatiaj.wordpress.com/2008/03/17/konsep-dasar-pemenuhan-kebutuhan-eliminasi-urine/

Rifqi A. 2009. Urinometri. [terhubung berkala]. http://arifqbio.multiply.com/journal/item/7 [3 Oktober 2010]

Winiati. 2007. Emulsi. [terhubung berkala].  http://kimia.upi.edu/ [3 Oktober 2010]

Pendahuluan

Isolasi sel sering dilakukan uuntuk mendapatkan isolat yang dapat digunakan sebagi percobaan. Isolasi sel adalah proses pengambilan suatu  partikel sel dari tempat asalnya untuk diteliti lebih lanjut. Sel dapat disupensi dari sel jaringan.

Teknik isolasi sel  dapat dilakukan dengan dua cara yaitu flourescence activated cell sorter dan laser capture microdissection. Flourescence activated cell sorter adalah prinsip metode ini menggunakan anti bodi yang berikatan dengan zat flouresen untuk memberi label sel yang spesifik. Suspensi sel dilewatkan pada sinar laser dan dibaca oleh detektor. Suspensi sel yang mengandung sel diberi sinyal positif atau negatif bergantung pada selnya.Suspensi kemudian melewati aliran listrik dan dipisahkan ke tempat masing-masing sesuai muatannya. Laser capture microdissection adalah teknik metode ini menggunakan laser unutk memotong bagian tertentu dan memindahkannya ke tempat lain.

Setelah diisolasi, sel akan ditumbuhkan dengan cara in vitro (menggunakan media) atau in vivo (melibatkan sel hidup). Ada dua macam biakan atau kultur, yaitu biakan primer dan biakan sekunder. Biakan primer adalah biakan yang diambil langsung dari jaringan organisme tanpa proliforasi sel secara in vitro. Sementara itu, biakan sekunder adalah biakan yang dikembangkan dari biakan primer.

Isolasi sel dapat dilakukan dengan teknik pemisahan fraksinasi. Teknik fraksinasi ini dilakukan  dengan menggunakan sentrifugasi yang berdasarkan densitas dari selnya.

Tujuan Percobaan

Praktikum ini bertujuan mengetahui cara mendapatkan isolat seluler yang ada dalam hati tikus.

Alat dan Bahan

Alat yang digunakan adalah sentrifus Beckman J2-21, gelas ukur, pipet mohr, pipet tetes, homogenizer, tabung beckman, gunting, pisau, efendorf, neraca timbangan, bulp dan gelas pengaduk.

Bahan yang digunakan adalah hati tikus, larutan sukrosa EDTA dan eter.

Prosedur Percobaan

Preparasi homogenat hati tikus. Persiapkan terlebih dahulu larutan sukrosa 0.25 M-EDTA 1 mM (sukrosa EDTA) yang didinginkan dalam sebuah wadah. Tikus yang telah disiapkan harus dijaga supay tidak terjadi hal yang tidak dinginkan seperti lepas. Tikus dipindahkan kedalam wadah yang tertutup dengan memegang ekornya. Tikus masuk ke dalam wadah kemudian dimasukan eter dengan menggunakan kapas. Setelah itu tunggu sampai tikus itu terbius.

Tikus yang sudah terbius letakan dengan terlentang. Lalu sayat bagian perut yang menuju ke bagian dada tikus. Organ hati tikus diambil dengan hati-hati dan segera dimasukan kedalam larutan sukrosa EDTA dingin. Kemudian organ hati dikeringkan dan ditimbang dengan cepat. Setelah ditimbang masukan kembali ke dalam larutan sukrosa EDTA. Larutan sukrrosa EDTA telah berwarna merah dibuang dan dibilas kembali dengan larutan sukosa EDTA sampai tidak berwarna.

Pindahkan potongan hati sekitar 3-5 gram ke dalam alat penggerus (homogenizer) manual yang dicampurkan dengan larutan sukrosa EDTA sebanyak 20 ml. Potongan hati digerus dalam keadaan dingin supaya mitokondria tetap aktif. Setelah selesai proses homogenizer masukan ke dalam efendorf samapi penuh dan tutup rapat. Semua hasil homogenisasi di hitung volumenya.

Masukan 20 ml homogenat ke dalam tabung sentrifus dan tambahkan 20 ml larutan sukrosa EDTA. Sentrifus dengan kecepatan 2338.0699 rpm dalam waktu 10 menit, sntrifus yang digunakan adalah sentrifus Beckman model J2-21 . Setelah proses sentrifus selesai pisahkan antara supernatan dan pellet. Supernatan masukan ke dalam efendorf dan pellet tetap dalam tabung sentrifus.

Iolasi fraksi inti. Suspensikan kembali masing-masing fraksi inti dalam tabung dengan 10 ml sukrosa 0.25 mM CaCl2 3 mM. Setelah itu suspensi disaring dengan menggunakan kain blacu yang dibersihkan menggunakan 10 mL sukrosa CaCl2. Jaringan ikat dan pengotor yang ada pada kain blacu dibuang. Lalu filtrat disentifugasi selama 10 menit pada 3523.0492  rpm. Supernatan dibuang sedangkan pellet diresuspensikan dengan 10 mL sukrosa CaCl2. Suspensi dibagi menjadi dua bagian yang sama kemudian dibekukan dalam vial. Lalu diberi label “fraksi inti”.

Isolasi fraksi mitokondria. Supernatan yang telah diperoleh dari hasil fraksi inti disentrifugasi dengan kecepatan 6432.1784  rpm selama 15 menit. Lalu supernatan dari hasil sentrifugasi disimpan kedalam wadah yang lain untuk isolasi mikrosom. Setelah itu pellet yang ada pada tabung senrifugasi dilarutkan dengan sukrosa 10 mL 0.34 M-EDTA 1 mM, kemudian dimasukan kedalam tabung sentrifus 50 mL yang bersih dengan total 40 mL dan disentrifugasi dengan kecepatan 136690.2834  rpm

selama 10 menit. Supernatan yang dihasilkan dibuang dan pellet diresuspensi lagi dengan 10 mL sukrosa EDTA dan disimpan daalm empat bagian vial dan diberi label “mitokondria”

Hasil Percobaan

Tabel 1 Hasil Fraksinasi Seluler

Meja Bobot Hati (gr) Volume Homogenat (mL)
1 8.5713 19
2 5.8890 15
3 8.96 28.8
4 8.63

Preparasi Homogenat

RCF                                      =1.119 x 10-5 x RPM2 x r

700                                        =1.119 x 10-5 x RPM 2 x 10.8

700                                        =12.0852 x 10-5 x RPM2

RPM                                     =

RPM                                     =2338.0699 rpm

Homogenat                           = 1.5 ml

Bobot homogenat + EDTA  = 56.39 gram

Fraksi inti

RCF                                      =1.119 x 10-5 x RPM2 x r

1500                                      =1.119 x 10-5 x RPM 2 x 10.8

1500                                      =12.0852 x 10-5 x RPM2

RPM                                     =

RPM                                     =3523.0492  rpm

bobot suspensi 37.15 gram

Isolasi fraksi mitikondria

RCF                                      =1.119 x 10-5 x RPM2 x r

24000                                    =1.119 x 10-5 x RPM 2 x 10.8

24000                                    =12.0852 x 10-5 x RPM2

RPM                                     =

RPM                                     =136690.2834  rpm

Bobot kosong                       =15.54 gr

Bobot sampel                        =14.93 gr

Bobot keseluruhan                =30.47 gr

Bobot keseluruhan + EDTA =30.81 gr (pasangan disentrifusnya 30.86 gr )

Pembahasan

Prinsip fraksinasi seluler merupakan teknik pemisahan sel menjadi organel ataupun molekul yang bisa dilakukakan dengan teknik sentrifugasi. Proses fraksinasi dilakukan dengan membuat ekstraksi terlebih dahulu. Ekstraksi yang telah dilakukan kemudian disentrifus. Proses sentrifugasi merupakan tahap pertama dalam fraksinasi, memisahkan organel berdasarkan densitas ukuran dan densiasnya. Ketika ingin mendapatkan suatu organel yang besar ukurannya maka kecepatan yang dilakukan dengan kecepatan yang kecil. Namun, sebalikanya ketika ingin mendapatkan suatu organel yang kecil ukuran dan densitasnya maka dilakukan sentrifugasi dengan kecepatan tinggi.

Percobaan yang dilakukan setelah didapatkan ekstraksi hati tikus, lalu disentrifus. Untuk mendapatkan homogenat dari hati tikus tidak terlalu membutuhkan kecepatan yang tinggi. Kecepatan untuk mendapatkan homogenat adalah  232.40 rpm. Berbeda lagi dengan fraksi inti yang membutuhkan kecepatan yang lebih tinggi dari homogenat. Adapun kecepatan yang dibutuhkan untuk mendapat fraksi inti degunakan kecepatan  340.20 rpm. Kecepatan yang dibutuhkan untuk mendapatkan isolasi fraksi mitokondria adalah  1360.82  rpm. Hal ini disebabkan ukuran mitokondria sangat kecil sehingga membutuhkan kecepatan yang lebih tinggi.

Bahan kimia yang digunakan pada percobaan adalah eter dan sukrosa EDTA. Fungsi eter adalah untuk membius tikus yang masih hidup sehingga tikus dapat dibedah. Sukrosa EDTA berfungsi untuk menjaga hati tikus supaya tidak mati sel-selnya sehingga ketika diisolasi masih bisa berfungsi. Selain itu juga dilakukan pendinginan untuk menjaga kondisi sel agar tetap utuh. Suhu yang digunakan adalah 10 derajat celcius.

Peneliti banyak menggunakan tikus sebagai bahan uji coba karena tikus mempunyai keunggulan. Pertama, banyak gena tikus relatif mirip dengan manusia, kedua, dalam binatang menyusui (mamalia), kemampuan berkembangbiak tikus sangat tinggi, relatif cocok untuk digunakan dalam eksperimen massal. Selain itu, tipe bentuk badan tikus kecil, mudah dipelihara dan obat yang digunakan di badannya dapat relatif cepat termanifestasi.

Tikus percobaan yang digunakan adalah tikus yang berjenis kelamin jantan. Jenis kelamin jantan ini digunaan karena siklusnya yang stabil dan tidak terganggu dengan siklus kehamilan. Jika tikus betina yang digunakan akan sedikit berbeda dengan yang jantan.

Galur tikus yang digunan adalah tikus Wistar strain outbred tikus albino spesies Rattus norvegicus. Hal ini ditandai oleh kepala lebar, panjang telinga, dan memiliki ekor panjang yang selalu kurang dari panjang tubuhnya Tikus ini sering digunakan dalam berbagai percobaan bahkan tikus ini sudah sangat lama digunakan dalam dunia kedokteran. Tikus ini juga dikembangkan kembali menjadi beberapa jenis. Galur tikus Sprague Dawley dan Long-Evans dikembangkan dari tikus galur Wistar. Tikus Wistar lebih aktif daripada jenis lain seperti tikus Sprague dawley

Organ yang diambil dalam percobaan adalah hati. Hati merupakan merupakan tempat sintesis beberapa mineral makro. Selain itu juga, hati merupakan tempat yang banyak terjadi proses fosforilasi oksidatif dan berbagai jenis reaksi enzim atau pun reaksi yang lainnya. Sehingga pada organ ini banyak terdapat sel-sel yang bisa digunakan untuk pengamatan.

Metode pemisahan yang digunakan adalah metode kecepatan gradien. Metode ini digunakan berdasarkan ukuran dan densitas sel isolat.

Isolat yang dihasilakan tidak murni. Hal ini terbukti dengan masih adanya fraksinasi lainnya yang ada dalam homogenat. Selain itu juga, masih perlu beberapa kali sentrifugasi dengan kecepatan yang berbeda sesuai dengan isolat yang diinginkan.

Sel hewan tidak memiliki dinding sel. Sel hewan dilindungi dengan membran plasma sehingga yang harus dihancurkan adalah membran selnya. Pengahancuran yang dilakuakn untuk mendapatkan isolat yang diinginkan ketika dilakukan proses sentrifugasi.

Simpulan

Dari hasil percobaan dapat dilihat bahwa setiap perlakuaan yang akan diberikan pada setiap hasil fraksinasi berbeda disesuaikan dengan isolat apa yang akan diambil. Setiap isolasi dilakukan dengan cara bertahap dimulai dari isolat yang membutuhkan kecepatan rendah sampai dengan isolat yang membutuhkan kecepatan yang tinggi. Hasilnya adalah didapatkan bobot fraksi inti sebesar 37.15 gram dan bobot fraksi mitokondria sebesar 30.81 gram.

Daftar Pustaka

Artika IM, Mega S.2010.Struktur dan Fungsi Subseluler.Bogor: Departemen Biokimia Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam Institut Pertanian Bogor

Herrrmann KM, Somerville RL.  1983. Amino Acid: Biosynthesis and genetic Regulation. Massachusetts: Addison- Wesley Publishing Company